良好的实验动物给药和采血规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and

Volumes

良好的实验动物给药与采血(包括途径与体积)规范指南

Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,

David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8

1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany

德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司

2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG

英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所

3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT

英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院

4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland

瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司

5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France

法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心

6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH

英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心

7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France

法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司

8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands

荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司

Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement、

关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化

This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM)、Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals、

该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)与欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程,同时最大可能地考虑到实验动物的福利。

Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry、The

implications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial testing、

尽管该文章针对的就是欧洲制药工业界的研究者,但支撑该数据库的基本原理及改进建议同样适用于所有在她们的研究中使用这些动物实验技术的人,不论就是研究所、大学或其它行业中的研究者。

There are numerous publications dealing with the administration of test substances and the removal of blood samples, and many laboratories also have their own ‘in-house’ guidelines th at have been developed by custom and practice over many years、Within European Union Directive 86/609EEC1 we have an obligation to refine experiments to cause the minimum amount of stress、We hope that this article will provide background data useful to those responsible for protocol design and review、

有关供试品给予与采血的出版物众多,且许多实验室在多年的经验与实践基础之上亦发展了它们自己的内部指南。在欧盟化妆品标准86/609EEC中,我们有义务简化实验以最小化动物的紧张程度。我们希望该文能够对那些负责方案设计与审核的研究者提供有用的背景数据。

This guide is based on peer-reviewed publications whenever possible, but where this is not possible we have used ‘in-house’ data and the experience of those on the working party (as well as helpful comments submitted by the industry) for a final opinion、The guide also addresses the continuing need to refine the techniques associated with the administration of substances and the withdrawal of blood, and suggests ways of doing so、Data-sharing between laboratories should be encouraged to avoid duplication of animal work, as well as sharing practical skills concerning animal welfare and sci entific problems caused by ‘overdosing’ in some way or another、The recommendations in this guide refer to the ‘normal’ animal, and special consideration is needed, for instance, during pregnancy and lactation、Interpretation of studies may be confounded when large volumes are administered or excessive sampling employed, particularly if anaesthetics are used、Copyright ? 2001 John Wiley & Sons, Ltd、该文章基于历年所有可能收集到的同行评议出版物,但我们未能够收集到的内部数据与那些工作组的经验(以及行业提交的有用的注释)除外。该指南亦强调了持续性简化与给药与采血有关的技术的必要性,并且建议该如何去进行这方面的工作。应该鼓励实验室间的数据共享以避免重复性动物研究,以及共享在某些方法或其它情况下的“药物过量”所引起的与动物福利有关的实际技术与科学问题。有必要对该指南中涉及到的“正常动物”要求进行特殊考虑,如妊娠与哺乳期间的动物。当给药体积较大或过度采样时对研究结果的诠释可能会令人感到困惑,特别就是使用麻醉动物时。

GOOD PRACTICE GUIDE FOR ADMINISTRATION OF SUBSTANCES

良好的给药规范指南

Introduction

引言

Dosing of experimental animals is necessary for a variety of scientific investigations and to meet regulatory demands、The pharmaceutical industry, in particular,has investigated the levels of dosing compatible with animal welfare and valid science、2 In the preclinical stage of the safety evaluation of new drugs it is normal practice to use

multiples of the ‘effective dose’in order to attempt to establish the necessary safety margins、Where chemicals are of low toxicity or are only poorly soluble in acceptable formulations, a large volume may be required to be given to individual animals to satisfy both scientific and regulatory requirements、The intended clinical use may also have an impact on the acceptability of larger than usual dose volumes, e、g、imaging agents or plasma expanders for intravenous application、

各种科学研究都需要对实验动物给药以符合药品注册要求。特别就是在制药工业领域已研究了与动物福利以及科学性相一致的给药水平。在新药的临床前安全性评价阶段使用多种“有效剂量”以尽量确定必要的安全性范围就是一种常规惯例。在使用低毒或溶解性极差的化学药品以一种可接受的制剂形式进行研究时,动物的个体给药体积可能较大以满足科学性与注册的要求。拟用临床剂量可能会使得给药体积较大,超过了动物可接受的正常给药体积,如静脉内注射用的造影剂或血浆增容药物。

The objectives of the Technical Sub group of EFPIA/ECVAM were as follows:

(i) to provide a guide on administration volumes for use in common laboratory species used in toxicity studies required by regulatory authorities;

(ii) to provide consensus dosage levels for routine use that represent good practice in terms of animal welfare and practicality;

(iii) to produce a guide to dosage levels representing the upper limit of common practice, which leaves scope to make the case for special investigations、

EFPIA/ECVAM技术小组的目标如下:

(i)提供一个药品注册当局所要求的毒性研究中常规使用的实验动物的给药体积的指南;

(ii)根据动物福利与实用性提供一个在良好规范条件下常规使用的一致性剂量水平;

(iii)提供一个代表常规规范上限的剂量水平,以为特殊研究留下一定的剂量扩展余地。

Administration volumes

给药体积

Table 1 presents administration volumes for the commonly employed routes in the most frequently used species、They are consensus figures based on published literature and internal guidelines、The marmoset and minipig are now considered within this category because they are being used increasingly in Europe、表1表示最常使用的种属的一般给药途径下的给药体积。它们就是根据发表的文献与内部指南综合得到的结果。现在认为绒猴与小型猪在此类常用动物之列,因为它们在欧洲的使用日渐增加。

Two sets of values are shown in each column:values on the left are intended as a guide to ‘good practice’ dose volumes for single or multiple dosing;values on the right, where given, are the possible maximal values、If maximal values are exceeded, animal welfare or scientific implications may result and reference to the responsible veterinary surgeon should be made、In some instances values are there to accommodate pharmacopoeial requirements、每一列显示了两组数据,左侧数据拟用来指导在单次或多次给药的“良好规范”中的给药体积;所给出的右侧数据为可能的最大给药值。如果超过了最大值就会涉及到动物福利或科学性,应当参考负责兽医的外科医生

实验1实验动物的捉持法和给药法 (1)

实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4 家兔捉持法 5．豚鼠

豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml 注射器上即成。 图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5 －10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清

静脉采血操作技术规范、流程图-(1)

静脉采血技术操作规范 一、操作目的为患者采集、留取静脉血标本 二、准备 1、个人准备：着装整齐，洗手，戴口罩 2、用物准备：治疗盘内：治疗盘、碘伏、棉签、止血带、采血针1-2个、真空采血管，污物杯、输液贴、一次性治疗巾，试管架、手消毒凝胶、锐器盒 3、环境准备：洁净，宽敞，光线适宜 三、评估要点 1、询问、了解患者是否按要求进行采血前准备。 2、是否空腹 3、病情、意识状态、合作程度。 4、局部皮肤及血管情况。 四、操作程序 1、核对医嘱及试管条形码。 2、核对患者姓名、床号、住院号（呼唤患者、核对床头卡及手腕带），评估患者病情、血管情况，向患者解释目的和注意问题、询问患者是否进食 3、一看：初步选择采血静脉，在穿刺部位肢体下放一次性治疗巾、止血带 二扎：在穿刺部位上方约6cm处扎止血带，末端向上，嘱患者握拳 三摸：以手指探明所选静脉的走向和深浅 4、以穿刺点为中心常规消毒，待干，消毒直径范围大于5cm 5、再次核对患者检验时间、项目及标本容器是否一致。 6、左手拇指绷紧静脉下端皮肤，使其固定。一手持采血针，针头斜面向上，与皮肤成15~30角自静脉上方或者侧方刺入皮下，再沿静脉走向滑行入静脉，见回血，再顺静脉进针少许，用胶贴固定蝶翼，采血针另一端与真空管相连，当采集到需要量时反折针头，换采血管，采血顺序：血培养--不含添加剂的采血管--凝血标本管--其他标本管 7、松止血带，嘱患者松拳，用干棉签轻压穿刺点上方快速拔出针头，指导患者或家属正确按压。 8、再次核对标本标签条形码内容、床号姓名，撤去治疗巾。 9、协助取舒适卧位，予相关知识宣教，整理床单位，处理生物垃圾，洗手。 五、注意事项 1、核对：患者身份：床号、姓名、电子条形码、腕带 2评估：患者病情、意识及合作程度，需空腹采血者了解空腹时间、血管状况和肢体活动度等 3、采集：按无菌操作原则穿刺，见回血后按顺序依次插入采试管中（血培养—红管—蓝管—绿管—紫管—黑管） 4、操作完毕宣教：穿刺部位压迫力度、时间以不出血为宣，禁止局部按摩 5、一般在早晨空腹安静状态下或禁食6h以上采集，输入脂肪乳时应等待8h后采集，否则为脂血 6、禁止从输液测肢体采血，避免用力挤压或指腹按摩取血

实验动物采血指南

实验动物采血指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系

(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体

实验动物的给药方法

3.4 实验动物的给药方法 3.4.1 经口投药法 (1) 口服法． 口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。 (2) 灌服法 灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种： ①固体药物口服 一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。 ②液体药物灌服 小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。 给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。 3.4.2 注射给药

静脉采血操作技术规范、流程图-(1)(新)

一、操作目的为患者采集、留取静脉血标本 二、准备 1、个人准备：着装整齐，洗手，戴口罩 2、用物准备：治疗盘内：治疗盘、碘伏、棉签、止血带、采血针1-2个、真空采血管，污物杯、输液贴、一次性治疗巾，试管架、手消毒凝胶、锐器盒 3、环境准备：洁净，宽敞，光线适宜 三、评估要点 1、询问、了解患者是否按要求进行采血前准备。 2、是否空腹 3、病情、意识状态、合作程度。 4、局部皮肤及血管情况。 四、操作程序 1、核对医嘱及试管条形码。 2、核对患者姓名、床号、住院号（呼唤患者、核对床头卡及手腕带），评估患者病情、血管情况，向患者解释目的和注意问题、询问患者是否进食 3、一看：初步选择采血静脉，在穿刺部位肢体下放一次性治疗巾、止血带 二扎：在穿刺部位上方约6cm处扎止血带，末端向上，嘱患者握拳 三摸：以手指探明所选静脉的走向和深浅 4、以穿刺点为中心常规消毒，待干，消毒直径范围大于5cm 5、再次核对患者检验时间、项目及标本容器是否一致。 6、左手拇指绷紧静脉下端皮肤，使其固定。一手持采血针，针头斜面向上，与皮肤成15~30角自静脉上方或者侧方刺入皮下，再沿静脉走向滑行入静脉，见回血，再顺静脉进针少许，用胶贴固定蝶翼，采血针另一端与真空管相连，当采集到需要量时反折针头，换采血管，采血顺序：血培养--不含添加剂的采血管--凝血标本管--其他标本管 7、松止血带，嘱患者松拳，用干棉签轻压穿刺点上方快速拔出针头，指导患者或家属正确按压。 8、再次核对标本标签条形码内容、床号姓名，撤去治疗巾。 9、协助取舒适卧位，予相关知识宣教，整理床单位，处理生物垃圾，洗手。 五、注意事项 1、核对：患者身份：床号、姓名、电子条形码、腕带 2评估：患者病情、意识及合作程度，需空腹采血者了解空腹时间、血管状况和肢体活动度等 3、采集：按无菌操作原则穿刺，见回血后按顺序依次插入采试管中（血培养—红管—蓝管—绿管—紫管—黑管） 4、操作完毕宣教：穿刺部位压迫力度、时间以不出血为宣，禁止局部按摩 5、一般在早晨空腹安静状态下或禁食6h以上采集，输入脂肪乳时应等待8h后采集，否则为脂血 6、禁止从输液测肢体采血，避免用力挤压或指腹按摩取血 7、同时采集多种标本时，根据采血管的要求依次采集 8、尽可能缩短止血带的结扎时间 9、采集时血液速勿过快或过慢，以免引起溶血；血液沿着试管壁流入 10、标本避免过度震荡及禁止旋转在高温、低温的环境中以免溶血 11、注意不同体位采血，检验的结果不同，如：立位比卧位血浆总量少12% 12、及时送检 13如遇多项检验者，应捆绑送检

常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。

静脉治疗护理技术操作规范试题(带答案)

福建医科大学附属协和医院 2015年《静脉治疗》行业标准题库 一、单选题（40题） 1、输血完毕应记录，空血袋应低温保存（B）。 A、12 h B、24h C、36h D、48h 2、PICC导管在治疗间歇应至少（D ）维护一次。 A、1天 B、3天 C、5天 D、7天 3、有效碘溶液浓度不低于（ A ）的碘伏。 A、% B、1% C、% D、2% 4、PN是由（D ）在层流室/超净台内配置。 A、医生 B、护士 C、药师 D、经过培训的医护人员 5、PORT在治疗间歇间应至少每（D ）维护一次。 A、3天 B、1周 C、2周 D、4周 6、导管相关性血流感染：带有血管内导管或者拔除血管内导管（C ）内的患者出现菌血症或真菌血症，且除血管导管外没有其他明确的感染源。 A、12h B、24h C、48 h D、72h 7、连接PORT时应使用专用的无损伤针穿刺，持续输液时无损伤针应每（D ）更换一次。 A、24h B、48h C、72h D、7d 8、PN宜现用现配，应在( B )内输注完毕。 A、12h B、24h C、48h D、72h 9、药物渗出指：静脉输液过程中，（B ）进入静脉管腔以外的周围组织。 A、腐蚀性药物 B、非腐蚀性药物 C、刺激性药物 D、非刺激性药物 10、使用PICC输血、输蛋白、输脂肪乳等高粘滞性药物后应如何操作( B ) A、立即静脉滴注生理盐水，冲洗导管 B、常规冲管后，立即用10ml-20ml生理盐水脉冲式冲管，再输注其他液体 C、以上都不是 D、以上都是 11、PICC常见的的并发症有哪些( D ) A、机械性静脉炎 B、导管堵塞 C、血栓形成 D、以上都是 12、对于年龄小于2个月的婴儿，我们不推荐以下哪个皮肤消毒剂：( B ) A、酒精 B、洗必泰 C、复合碘制剂 13、药物引起静脉炎的因素（E） A、PH值 B、渗透压 C、刺激性 D、药物的浓度 E、以上都是 14、以下哪种是潜在与导管感染相关的病原体( D ) A、金黄色葡萄球菌 B、念球菌 C、白喉杆菌 D、以上都是 15、渗透压（C）的药物可在24小时内造成化学性静脉炎 A、>280mosm/L B、>340mosm/L C、＞600mosm/L D、＞800mosm/L 16、PICC置管操作应由经过PICC专业知识与技能培训、考核合格且有（ D ）操作者完成。

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法标准化管理部编码-[99968T-6889628-J68568-1689N]

一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法。1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法

(一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。(四)静脉注射

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。 Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry. The implications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

静脉采血操作技术规范、流程图-(1).docx

静脉采血操作技术规范、流程图-(1)

静脉采血技术操作规范 一、操作目的为患者采集、留取静脉血标本 二、准备 1、个人准备：着装整齐，洗手，戴口罩 2、用物准备：治疗盘内：治疗盘、碘伏、棉签、止血带、采血针 1-2 个、真空采血管，污物杯、输液贴、一次性治疗巾，试管架、手消毒凝胶、锐器盒 3、环境准备：洁净，宽敞，光线适宜 三、评估要点 1、询问、了解患者是否按要求进行采血前准备。 2、是否空腹 3、病情、意识状态、合作程度。 4、局部皮肤及血管情况。 四、操作程序 1、核对医嘱及试管条形码。 2、核对患者姓名、床号、住院号（呼唤患者、核对床头卡及手腕带），评估患者病情、血管情况，向患者解释目的和注意问题、询问患者是否进食 3、一看：初步选择采血静脉，在穿刺部位肢体下放一次性治疗巾、止血 带二扎：在穿刺部位上方约 6cm 处扎止血带，末端向上，嘱患者握拳 三摸：以手指探明所选静脉的走向和深浅 4、以穿刺点为中心常规消毒，待干，消毒直径范围大于5cm 5、再次核对患者检验时间、项目及标本容器是否一致。 6、左手拇指绷紧静脉下端皮肤，使其固定。一手持采血针，针头斜面向上，与皮肤成 15~30 角自静脉上方或者侧方刺入皮下，再沿静脉走向滑行入静脉，见回血，再顺静脉进针 少许，用胶贴固定蝶翼，采血针另一端与真空管相连，当采集到需要量时反折针头，换采血管，采血顺序：血培养 --不含添加剂的采血管 --凝血标本管 --其他标本管 7、松止血带，嘱患者松拳，用干棉签轻压穿刺点上方快速拔出针头，指导患者或家属 正确按压。 8、再次核对标本标签条形码内容、床号姓名，撤去治疗巾。 9、协助取舒适卧位，予相关知识宣教，整理床单位，处理生物垃圾，洗手。 五、注意事项 1、核对：患者身份：床号、姓名、电子条形码、腕带 2评估：患者病情、意识及合作程度，需空腹采血者了解空腹时间、血管状况和肢体活 动度等 3、采集：按无菌操作原则穿刺，见回血后按顺序依次插入采试管中（血培养—红管— 蓝管—绿管—紫管—黑管） 4、操作完毕宣教：穿刺部位压迫力度、时间以不出血为宣，禁止局部按摩 5、一般在早晨空腹安静状态下或禁食 6h 以上采集，输入脂肪乳时应等待 8h 后采集，否则为脂血 6、禁止从输液测肢体采血，避免用力挤压或指腹按摩取血 7、同时采集多种标本时，根据采血管的要求依次采集 8、尽可能缩短止血带的结扎时间 9、采集时血液速勿过快或过慢，以免引起溶血；血液沿着试管壁流入 10、标本避免过度震荡及禁止旋转在高温、低温的环境中以免溶血 11、注意不同体位采血，检验的结果不同，如：立位比卧位血浆总量少12% 12、及时送检 13如遇多项检验者，应捆绑送检

动物实验给药剂量换算

动物实验给药剂量换算

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动物实验给药剂量换算 关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD５０与药效学剂量间的换算 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候,差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的,但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是ＬD50。至于该选择ＬD50的多少分之一来作为参考剂量,众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表,列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表,几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。 试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg ，换算成大鼠的剂量: 大鼠的剂量=X mg/kg×70ｋg×0.０18/200g=X ｍg/kg×7０ｋg×0.0１8/0.２ｋg＝6.3 X ｍg/kg.

动物实验给药量

动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有

时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。

试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.

实验动物的给药途径和方法及药量计算方法

K2MG-E《专业技术人员绩效管理与业务能力提升》练习与答案 一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。 1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法 (一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，

右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。 (三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，实验者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。 (四)静脉注射 1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射。注射时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。

实验动物给药量的确定

实验动物给药量的确定 观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量： 1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。 2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。 4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。 5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。 6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为 1 份时，3～6 个月的给1/2 份，45～89 日的给1/4 份，20～44 日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。 7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。 二、人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算： 人用药量： 1 小鼠、大鼠：50～100 兔、豚鼠：15～20 狗、猫：5～10 以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适 当减小些。

实验动物的给药方法

实验动物地给药方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定. （一）注射给药法 . 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射. ①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部； ②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位； ③兔在背部或耳根部注射； ④蛙可在脊背部淋巴囊注射； ⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出. . 皮内注射 此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射 性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一. 方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘. . 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部. 注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射. . 腹腔注射 先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多. . 静脉注射

是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短. ①小鼠、大鼠地静脉注射： 常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～. ②豚鼠地静脉注射： 一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意. ③兔地静脉注射： 一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血. ④狗地静脉注射： 狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入. . 淋巴囊注射 蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液. （二）经口给药法 . 口服法：