植物提取物提取dna方法

植物提取物提取dna方法

植物提取物提取DNA方法

植物提取物提取DNA是进行植物遗传学和分子生物学研究的重要一环。本文将介绍几种常用的植物提取物提取DNA的方法。

一、CTAB法

CTAB法是一种经典的植物提取物提取DNA的方法。其原理是利用CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）作为提取试剂，通过蛋白酶K的作用，溶解细胞膜和核膜，释放出DNA。然后通过酚/氯仿提取和乙醇沉淀的步骤，最终得到DNA。

二、改良的CTAB法

为了提高DNA的纯度和产量，研究者们对CTAB法进行了改良。其中一种常用的改良方法是添加聚丙烯酰胺（PVP）和β-己内酰胺（β-ME）。PVP能够结合并沉淀多酚等杂质，提高DNA的纯度。而β-ME可以解除DNA与蛋白质的交联作用，增加DNA的产量。

三、快速法

为了节省时间和提高DNA的产量，研究者们开发出了一种快速的植物提取物提取DNA的方法。该方法利用碱裂解和酚/氯仿提取的原理，通过简化操作步骤和缩短提取时间，快速获取高质量的DNA。

四、商业化试剂盒

除了传统的提取方法，市场上也有一些商业化的试剂盒可供选择。这些试剂盒通常采用快速离心柱或磁珠技术，简化了操作步骤，提高了提取效率和纯度。研究者们可以根据自己的需求选择合适的试剂盒。

需要注意的是，无论使用哪种提取方法，都需要注意以下几点：

1. 植物材料的选择：应选择新鲜、健康的植物组织，避免病虫害或老化组织，以保证提取到高质量的DNA。

2. DNA的保存：提取到的DNA应保存在低温下，避免酶解和降解。

3. DNA的纯度和浓度检测：使用紫外分光光度计和琼脂糖凝胶电泳等方法对提取到的DNA进行纯度和浓度检测，以确保后续实验的准确性。

总结起来，植物提取物提取DNA的方法多种多样，研究者可以根据实际需求选择合适的方法。无论使用哪种方法，都需要严格操作，保证提取到高质量的DNA。这些方法的应用将有助于深入了解植物的遗传背景和分子机制，为植物育种和基因工程提供重要的依据。

CTAB提取植物DNA步骤

CTAB提取植物DNA步骤 一、将冷冻干燥的样品用液氮研磨成粉末，转移到离心管，加入65℃预热的2ml CTAB抽提液，65℃保温30 min 以上，间或轻摇混匀； 12 000 r／min室温离心10 min，取上清液； 二、加入等体积的苯酚：氯仿：异戊醇(25：24：1)，轻轻混匀15 min 以上，12 000 r／min室温离心10 min，用剪去端部约0．8 cm的1 mL 吸头小心将上层液相转移至一干净的Eppendorf管中；加入等体积的氯仿：异戊醇（24：1），颠倒混匀，12000 r/min 离心5 min 。 三、加入2/3体积( )的-20℃预冷的异丙醇，轻轻摇动5 min，颠倒混匀至有白色絮状沉淀出现，在4℃下12000 r／min离心l0 min，沉淀出DNA，去上清； 四、沉淀用75％乙醇／和0.2mol／L KAC洗涤2次，每次12000 r ／min室温离心10 min； 五、加入预冷的无水乙醇，轻轻上下颠倒，l2 000 r／min室温离心 20 min，弃乙醇，自然晾干；加入200μL 去离子水，轻轻敲打使沉淀溶解； 六、加入l μL 10 mg／mL Rnase37℃水浴，保温l h，去除RNA；DNA 提取物于-20℃冰箱贮藏备用． 一、母液配制方法 1、1M Tris-HCl 1L配制量 配制方法称量121.1g Tris 置于1L烧杯中。 加入约800ml的去离子水，充分搅拌溶解。 按下表量加入浓盐酸调节所需要的pH值。 pH值浓盐酸 7.4 70ml 7.6 60ml

8.0 42ml 将溶液定容到1L。高温高压灭菌后，室温保存。 注意：应使溶液冷却后加调定pH值，因为Tris溶液的pH值随温度的变化差异很大，温度每升高1℃，溶液的pH值大约降低0.03个单位。 2、5M NaCl 配制量 1L 配制方法称取292.2gNaCl置于1L 烧杯中，加入约800 ml的去离子水后搅拌溶解加去离子水将溶液定容到1L 后，适量分成小份,高温高压灭菌后，4℃保存。 3、0.5M EDTA 配制量 1L 配制方法称取186.1g Na2EDTA.2H2O，置于1L 烧杯中。 加入约800mL的去离子水，充分搅拌。 用NaOH调节pH值至8.0（约20g NaOH）（注意：pH值至8.0时EDTA才能完全溶解）加去离子水将溶液定容至1L。适量分成小份后，高温高压灭菌。室温保存。 二、CTAB缓冲液配制方法 CTAB缓冲液 1000mL 终浓度 Tris-HCl （1mol/L PH8.0） 100ml 100m mol/L NaCl （5mol/L) 280ml 1.4mol/L EDTA （0.5mol/L PH8.0） 40ml 20m mol/L CTAB 20g 2% (w/v) 加去离子水将溶液定容至1L。高温高压灭菌后，室温保存。 计算方法：溶质守恒，溶质的质量在溶液稀释前后不发生改变。 100m mol/L=0.1 mol/L 20m mol/L =0.02 mol/L w/v表示质量-体积百分比 CTAB法是一种快速简便的提取植物总DNA的方法， 其原理是：采用机械破碎植物细胞，然后加入CTAB分离缓冲液将DNA溶解出来，再经氯仿－异戊醇抽提除去蛋白质，最后得到DNA。 CTAB法的版本有很多，不过大同小异。以下是我使用的方法： 1.将植物组织洗净，用75％的酒精表面消毒4-5min，用去离子水冲洗3次； 2. 将样品放在灭过菌的研钵中，加入液氮捣碎，迅速转入 1.5ml离心管中，加入600mlCTAB（或同时加入石英砂和CTAB研磨，然后转入1.5ml离心管中）； 3. 65℃水浴1h（每20min反转摇匀一次）； 4. 加等体积的氯仿－异戊醇（体积比24：1），或加入苯酚：氯仿：异戊醇（25：24：1），颠倒混匀； 5. 6500rpm离心30min，取上清于新管中； 6. 重复4，5步骤； 7. 向上清中加入2倍体积的无水乙醇（或2/3体积的异丙醇）沉淀DNA，-20℃放置20min 或更长时间，或过夜； 9. 加75％的乙醇清洗DNA，每次12000rpm 2min，去上清； 10. 风干后加入40ul的TE缓冲液溶解DNA； 11. 取2ul溶液电泳检测。

尿素法提取植物DNA

尿素法提取植物DNA 1 在离心管中加入约16μLβ-ME和8 mL裂解缓冲液,并彻底混合均匀. 2 称取约5 g叶片,放入预冷的研钵中用液氮迅速研磨,研磨充分后转入裂解液中并用玻棒混匀. 3 加入8 mL Tris-饱和酚、氯仿和异戊醇混合液(通风橱操作),充分混匀(混合动作要轻柔). 4 室温下在水平摇床上以最大转速孵育约10 min后,以4 400 g(Eppendorf,A-4-62)转速离心约20 min. 5 取上清约8 mL,加入0.3 mL 10 mol NH4AC混合均匀(裂解、离心充分的上清透明不浑浊,如上清颜色呈褐色,应适当增加β-ME的量). 6 加入2倍体积经预冷的无水乙醇,轻柔转动离心管,直到形成絮状核酸沉淀(如果核酸有褐色斑块,会影响核酸溶解,应当增加β-ME的量). 7 快速倒出乙醇再加入浓度为70%的乙醇,轻柔晃动管子数次洗涤,以去除残留的尿素和盐离子.再次用70%乙醇洗涤后转移沉淀于另一离心管,加入4 mL TE缓冲液(pH 8.0),于转速缓慢的摇床溶解约10～30 min,如果30 min后核酸仍然没有完全溶解,可放在4°C过夜. 8 待核酸完全溶解后,加入约7μL不含DNA酶的RNA酶(10 mg/mL),于37°C约40 min. 9 RNA酶消化后加入0.4 mL 3 molNaAC(pH5.2)和4 mL Tris-饱和酚、氯仿和异戊醇混合液,混合均匀后以4 400 g(A-4-62)转速离心20 min,留上清. 10 加入2倍体积经预冷的无水乙醇轻柔混合,待基因组DNA成絮状沉淀后快速倒掉乙醇再加入70%的乙醇,轻柔旋转洗涤约1 min,转移基因组DNA到干净的管中,再次加入70%乙醇静置,约5 min后把基因组DNA转移到另一个管中,加入约500μL pH8.0的TE缓冲液溶解.待完全溶解后分装于-20°C贮存备用.

植物提取物提取dna方法

植物提取物提取dna方法 植物提取物提取DNA方法 植物提取物提取DNA是进行植物遗传学和分子生物学研究的重要一环。本文将介绍几种常用的植物提取物提取DNA的方法。 一、CTAB法 CTAB法是一种经典的植物提取物提取DNA的方法。其原理是利用CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）作为提取试剂，通过蛋白酶K的作用，溶解细胞膜和核膜，释放出DNA。然后通过酚/氯仿提取和乙醇沉淀的步骤，最终得到DNA。 二、改良的CTAB法 为了提高DNA的纯度和产量，研究者们对CTAB法进行了改良。其中一种常用的改良方法是添加聚丙烯酰胺（PVP）和β-己内酰胺（β-ME）。PVP能够结合并沉淀多酚等杂质，提高DNA的纯度。而β-ME可以解除DNA与蛋白质的交联作用，增加DNA的产量。 三、快速法 为了节省时间和提高DNA的产量，研究者们开发出了一种快速的植物提取物提取DNA的方法。该方法利用碱裂解和酚/氯仿提取的原理，通过简化操作步骤和缩短提取时间，快速获取高质量的DNA。 四、商业化试剂盒

除了传统的提取方法，市场上也有一些商业化的试剂盒可供选择。这些试剂盒通常采用快速离心柱或磁珠技术，简化了操作步骤，提高了提取效率和纯度。研究者们可以根据自己的需求选择合适的试剂盒。 需要注意的是，无论使用哪种提取方法，都需要注意以下几点： 1. 植物材料的选择：应选择新鲜、健康的植物组织，避免病虫害或老化组织，以保证提取到高质量的DNA。 2. DNA的保存：提取到的DNA应保存在低温下，避免酶解和降解。 3. DNA的纯度和浓度检测：使用紫外分光光度计和琼脂糖凝胶电泳等方法对提取到的DNA进行纯度和浓度检测，以确保后续实验的准确性。 总结起来，植物提取物提取DNA的方法多种多样，研究者可以根据实际需求选择合适的方法。无论使用哪种方法，都需要严格操作，保证提取到高质量的DNA。这些方法的应用将有助于深入了解植物的遗传背景和分子机制，为植物育种和基因工程提供重要的依据。

植物DNA提取实验方案

植物DNA提取实验方案 一、实验目的 本实验旨在通过提取植物组织中的DNA，了解DNA的结构和功能，学 习DNA提取技术。 二、实验原理 DNA提取实验基于DNA的特性进行，主要包括以下几个步骤： 1.组织破碎：通过物理或化学方法将植物组织破碎，使DNA暴露出来。 2.细胞溶解：使用细胞溶解液使细胞膜破裂，释放DNA。 3.蛋白质消化：加入蛋白酶等物质，将DNA周围的蛋白质降解。 4.DNA沉淀：通过加入乙醇等溶剂，使DNA沉淀。 5.洗涤和纯化：通过洗涤和纯化步骤去除杂质。 6.分析和测定：利用凝胶电泳等技术对提取得到的DNA进行分析和测定。 三、实验材料 1.植物材料（如香蕉、草莓等） 2.液氮或冰块 3.细胞溶解液（如PBS缓冲液、CTAB溶液等） 4.蛋白酶K溶液 5.乙醇

6.盐溶液 7. DNase-free水 8.1.5mL离心管 9.离心机 10.电磁振荡器 11.热水浴 12.紫外分光光度计 四、实验步骤 1.将所需植物材料切碎，放入离心管中。 2.将离心管放入液氮或冰块中，立即研磨材料，直至完全破碎。 3.加入适量的细胞溶解液，如PBS缓冲液，将混合物混合均匀。 4.将混合物置于电磁振荡器中，振荡5分钟。 5.加入适量的蛋白酶K溶液，混合均匀。 6.将离心管置于热水浴中，温度为55℃，孵育1小时。 7.加入相同体积的酒精，轻轻摇匀离心管，将DNA沉淀。 9.倒出上清液，加入适量的盐溶液，轻轻摇匀离心管，使DNA残留在离心管底部。 10.使用离心机将离心管离心，离心条件同上，离心10分钟。 11.倒出上清液，加入适量的乙醇，轻轻摇匀离心管，使DNA沉淀。

植物总dna提取的原理及应用

植物总DNA提取的原理及应用 1. 植物总DNA提取的原理 植物总DNA提取是一种从植物细胞中分离纯化DNA的方法。它是研究植物基因组的基础，对于植物遗传学和分子生物学的研究具有重要意义。以下是植物总DNA提取的主要原理： 1.细胞破碎：为了释放细胞内的DNA，需要先将植物细胞破碎。这可 以通过机械方法（如研磨）或化学方法（如细胞壁降解酶）来实现。 2.DNA溶解：破碎的细胞释放出来的DNA会与其他细胞组分（如蛋白 质和RNA）结合在一起形成复杂的混合物。在这一步骤中，可以通过加入特定的缓冲液和洗涤剂来溶解细胞组分，将DNA纯化。 3.酒精沉淀：为了将DNA从溶液中分离出来，可以通过加入高浓度的 酒精，使DNA以固体形式沉淀。 4.洗涤和纯化：沉淀的DNA表面可能附着有其他颗粒物。为了去除这 些杂质，可以用酒精和洗涤剂进行多次洗涤和离心。 5.DNA溶解：最后，纯化的DNA溶于适当的溶液（如Tris-EDTA缓冲 液），以便后续应用。 2. 植物总DNA提取的应用 植物总DNA提取的成功应用于以下几个方面： 2.1 植物基因组研究 植物总DNA提取是进行植物基因组研究的基础。通过提取植物总DNA，研究人员可以了解植物基因组的组成、结构和功能。这对于理解植物的遗传特性、进化历史以及种间亲缘关系具有重要意义。 2.2 植物遗传改良 植物总DNA提取技术可以帮助研究人员进行植物遗传改良。通过提取植物总DNA，可以发现植物中的有用基因或性状相关基因，并进行基因定位和序列分析。这为培育具有优良性状的新品种提供了基础。 2.3 植物种群遗传学研究 植物总DNA提取可以用于研究植物种群的遗传结构和变异情况。通过分析植物总DNA中的遗传标记（如微卫星和单核苷酸多态性），可以推断不同个体和种

植物基因组dna的提取实验报告

植物基因组dna的提取实验报告 植物基因组DNA的提取实验报告 引言： DNA提取是生物学研究中的基础实验之一，它可以帮助我们了解植物的遗传信息和基因组结构。本实验旨在通过提取植物基因组DNA，探索DNA的提取方法以及其在植物基因研究中的应用。 材料与方法： 1. 实验材料：新鲜植物叶片、细碎器、提取液（含有细胞裂解酶、蛋白酶K和盐酸）、离心管、离心机、冰浴装置、乙醇、磷酸盐缓冲液等。 2. 实验步骤： - 步骤一：取一片新鲜植物叶片，用细碎器将其细碎成细小颗粒。 - 步骤二：将细碎的植物组织转移到离心管中，并加入适量的提取液。 - 步骤三：将离心管放入冰浴装置中，在4℃下反应30分钟。 - 步骤四：离心管中的混合液离心10分钟，将上清液转移到新的离心管中。 - 步骤五：加入等体积的冷乙醇，轻轻摇晃离心管，使DNA沉淀。 - 步骤六：用微量移液器将DNA沉淀转移到新的离心管中。 - 步骤七：加入适量的磷酸盐缓冲液溶解DNA。 结果与讨论： 通过上述实验步骤，我们成功地从新鲜植物叶片中提取到了DNA。下面将对实验结果进行讨论。 首先，实验中使用的提取液含有细胞裂解酶和蛋白酶K。细胞裂解酶可以破坏细胞膜，使细胞内容物释放出来，而蛋白酶K则能降解蛋白质，避免其对DNA

的影响。这两种酶的作用协同进行，为DNA的提取提供了基础。 其次，实验中的冰浴装置和离心机的使用是为了维持低温和分离混合液中的固 体和液体。低温可以减缓酶的活性，防止DNA的降解。离心则可以将细胞碎片和其他杂质沉淀下来，使上清液中富含DNA。 最后，实验中的乙醇是用来沉淀DNA的。加入乙醇后，DNA会与乙醇结合形 成白色沉淀物。通过轻轻摇晃离心管，可以帮助DNA更好地沉淀。而且，乙醇的加入还能帮助去除杂质，使得提取到的DNA更纯净。 DNA的提取是植物基因研究的重要步骤之一。通过提取到的DNA，我们可以进行一系列的遗传学研究，如PCR扩增、DNA测序等。此外，DNA的提取还可 以用于植物种质资源的鉴定和保护，以及基因工程的应用等领域。 总结： 本实验通过提取新鲜植物叶片中的DNA，探索了DNA提取的方法和应用。实 验结果表明，通过适当的试剂和操作步骤，可以成功地提取到植物基因组DNA。DNA的提取为植物基因研究提供了重要的基础，有助于我们更深入地了解植物 的遗传信息和基因组结构。 参考文献： 无

CTAB法提取植物基因组DNA

CTAB法提取植物基因组DNA CTAB法原理 CTAB（Cetyl trimethyl ammonium bromide），十六烷基三甲基溴化铵，是一种阳离子去污剂，可溶解细胞膜，能与核酸形成复合物，具有从低离子强度溶液中沉淀核酸的特性。 当降低溶液盐浓度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）时，CTAB-核酸的复合物从溶液中沉淀，通过离心就可将其与蛋白，多糖类物质分开，在经过有机溶剂抽提，去除蛋白，多糖，酚类等杂质。最后通过乙醇或异丙醇沉淀DNA，而CTAB溶于乙醇或异丙醇而除去在高离子强度的溶液中(>0.7mol/L NaCl)，CTAB与蛋白质和多聚糖形成复合物，不能沉淀核酸。CTAB溶液在低于15℃时会形成沉淀析出，因此，在将其加入冰冷的植物材料之前必须预热，且离心时温度不要低于15℃。另外，它还能保护DNA不受内源核酸酶的降解。主要试剂与溶液的配制： PVP（聚乙烯吡咯烷酮K30） 巯基乙醇 氯仿︰异戊醇（24︰1） 异丙醇 70%乙醇 Tris-苯酚 RNaseA 无水乙醇 CTAB 溶液：CTAB——20g/L NaCl（58.44）——1.4 mol/L（81.816g） EDTA（292.25）——10 mmol/L（2.9225g） Tris（121.14）——100 mmol/L（12.114g） pH 8.0 1×TE 缓冲液：EDTA（292.25）——1 mmol/L（0.29225g） Tris（121.14）——10 mmol/L（1.2114g） pH 8.0 NaAC溶液：NaAC（82.03）——3mol/L（246.09g） pH 4.0 植物总DNA的提取 1、取适量甘薯新鲜叶片，用液氮迅速研磨，中间加PVP（聚乙烯吡咯烷酮K30）少许，成粉末后转入10mL的离心管中，放入液氮或-80℃冰箱储存（在研磨样品时，研的细和研的粗，提出的DNA量可以相差几倍，所以，在液氮保护的很好的情况下尽量多研磨几次）。 2、将（200ml）CTAB溶液放于65℃水浴锅中预热。 3、加4ml巯基乙醇到预热的200mlCTAB中。 4、速加3ml预热的CTAB到装有粉末的10mL离心管中，之后放入65℃水浴锅中，保温 30~60min，期间轻摇数次（一般20min左右一次，刚投入水浴时可以稍快速的晃动，之后的晃动一定要轻柔）。 5、加入3~4ml氯仿︰异戊醇（24︰1）（在通风橱中操作），轻摇混匀至乳白色（100~200次，剧烈晃动会使DNA机械切割）。

CTAB法提取植物总DNA

CTAB法提取植物总DNA CTAB法（Cetyltrimethylammonium bromide法）是一种常用的植物总DNA提取方法，其优点是简单、高效、成本低、适用性广，能够快速提取高质量的DNA。 CTAB法利用季铵盐CTAB（Cetyltrimethylammonium bromide）和NaCl共同提取植物样品中的DNA。下面就CTAB法的步骤进行详细介绍。 材料： - 植物样品 - CTAB提取缓冲液（含0.6 M CTAB和NaCl） - 65℃和37℃的水浴 - 70%、95%和100%的乙醇 - TE 缓冲液（含10 mM Tris-HCl和1 mM EDTA，pH 8.0） 步骤： 1. 准备植物样品 将新鲜植物样品（约0.1g）用液氮粉碎成粉末，加入2 mL CTAB提取缓冲液中，研磨均匀。可以使用带球磨器或者手持器具进行研磨。 2. 加入蛋白酶K 加入加入50μL蛋白酶K (20mg/L) 溶液后，65℃恒温振荡2~3 h。蛋白酶K的作用是降解蛋白质，提高DNA的纯度。 3. 加入腰芽菜素和EB 加入5μL腰芽菜素（10mg/mL）和5μL EB（1mg/mL）后，65℃水浴12~15min，使溶液呈现棕黄色，使样品中的腰芽菜素结合到DNA上。 4. 加入氯仿和异丙醇 加入等体积氯仿和异丙醇后，轻轻摇匀，离心10min。离心之后，样品分为四层：上层是异丙醇、第二层是氯仿，中间是粘稠的蛋白质、细胞碎片和杂质，最下面是DNA层。 5. 取出DNA层

用200μL的容器沿着DNA层边缘吸取DNA，转移到新管中，并加入300μL75%乙醇洗涤，旋转离心5min，弃上清液，重复一次，最后用吹风机将残留的乙醇风干。 6. 测定DNA浓度 用TE缓冲液稀释后测定DNA的浓度和纯度，可以用紫外线光度计进行测定。测定的结果应该控制在1.8-2.0左右。 总之，CTAB法是一种有效、简单的DNA提取方法，与其他方法相比具有简便易行、节省时间和成本的优势。该方法已广泛应用于植物分子生物学实验中，可用于测定DNA浓度和纯度，并可以应用于PCR扩增、限制性酶切和聚合酶链式反应（PCR）等分子生物学实验。

植物总DNA的提取

植物总DNA的提取（SDS法） 二、原理 细胞中的DNA绝大多数以DNA—蛋白质复合物（DNP）的形式存在于细胞核内。提取DNA时，一般先破碎细胞释放出DNP，用阴离子去垢剂SDS使DNA与蛋白质分离，再用含少量异戊醇的氯仿去除蛋白质，最后用乙醇把DNA从提取液中沉淀出来。 三、材料、仪器和试剂 1.材料取玉米嫩叶，去其叶梗及大的叶脉，用清水清洗干净，去掉表面污物，然后自然晾干或用纱布、卫生纸吸干表面残留的水分，切莫让叶片组织失水萎焉，迅速用于实验。如不能及时用于实验，可将其切碎、称重、标记，盛于干净的塑料袋内，置低于-20℃冰箱中冰冻保存，待用。 2.仪器 ⑴离心机⑵水浴锅 ⑶冰箱与冰柜⑷小三角瓶 ⑸研钵⑹振荡器 ⑺微量移液器 3. 试剂 ⑴70％和95％的乙醇 ⑵氯仿：异戊醇（24：1）混合液（1：1） ⑶平衡苯酚液：从冰箱中取出苯酚，置室温下，水浴加热到68℃化开，加约 0.1％羟基喹啉。用TE(PH8.0)缓冲液抽提几次，直到苯酚液的PH>=7.8,上层保留少量TE缓冲液，置4℃下保存 ⑷10％SDS溶液：称取25gSDS，放入200ml蒸馏水中，68℃水浴中搅拌到全部溶解，加水定容到250ml，用HCl调ph到7.2 ⑸0.5mol/LEDTA(PH8.0)溶液：称18.6gEDTA·2H2O，加80ml蒸馏水，搅拌溶解，用NaOH调PH到8.0（约加2g NaOH颗粒），加水定容到100ml,灭菌备用（EDTA再水中很难溶解，需加入NaOH后，使PH接近8.0时方能溶解） ⑹3mol/L醋酸钠(PH5.2)溶液：称40.8g醋酸钠（含3个结晶水），溶于60ml 水中，用冰醋酸调PH至5.2，加水到100ml,灭菌备用 ⑺1mol/LTris(PH8.0) )溶液：称121.1g Tris,加水800ml，完全溶解后用盐酸调PH到8.0，定容到1000ml ⑻TE(PH8.0)缓冲液：取10ml 1mol/L Tris(PH8.0)、2ml 0.5mol/LEDTA(PH8.0)溶液,用蒸馏水定容到1000ml,灭菌，保存备用 ⑼RNA酶解液（括号内浓度为配制后终浓度）： 胸腺RNA酶 100mg(10mg/L)(RNaseA,sigmaR-5503) 2mol/LTris-Cl(PH7.5) 50ul(10mmol/L) 5mol/LNaCl 30 ul(15mmol/L) 用无菌水定容至10ml 在100℃沸水中煮20min,以除去DNA酶，分装成小管，4℃保存备用（注：RNA酶粉如长期储存，需置于-20℃） ⑽抽提缓冲液： 尿素（g） 210.0 5mol/LNaCl(ml) 43.75 0.5mol/L PH8.0 Tris.HCl(ml) 25.0

提取植物DNA方法

提取植物DNA方法 植物DNA的提取方法是将植物细胞中的DNA分离出来，以便进行进一步的研究。以下是常用的植物DNA提取方法： 1. CTAB法：CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）是一种表面活性剂，可以溶解脂质，破坏细胞膜，从而释放DNA。首先，将植物样品粉碎，加入CTAB缓冲液中并进行润湿，然后加入蛋白酶，破坏细胞膜。接下来，加入CTAB-蛋白酶混合液，室温静置，使DNA与CTAB结合。之后，将混合液经过苯酚-氯仿提取，将DNA从其他组分中分离出来。最后，使用异丙醇沉淀法将DNA沉淀，洗涤并溶解。 2. 硅胶柱法：硅胶柱法适用于小规模提取和纯化植物DNA。首先，将植物样品粉碎，加入提取缓冲液中，并加入蛋白酶进行细胞壁降解。接下来，将溶有脂质的提取液加载到硅胶柱上，使用重力流动分离DNA。然后，使用洗涤缓冲液去除残余的污染物。最后，使用低盐缓冲液将DNA从硅胶柱上洗脱，并收集纯化的DNA。 3. 高盐法：高盐法适用于粗提植物DNA。首先，将植物样品细碎，加入高盐缓冲液中，其中含有高浓度的盐和蛋白酶。高盐浓度可以破坏细胞膜，并使DNA 从蛋白质中解离出来。然后，使用异丙醇沉淀法将DNA沉淀，洗涤并溶解。 4. 快速提取法：快速提取法是一种高效和便捷的方式，适用于大规模提取植物

DNA。首先，将植物样品经过快速研磨处理，将DNA释放到提取缓冲液中。然后，使用聚乙二醇或盐酸沉淀方法使DNA沉淀，然后洗涤并溶解。 这些方法在植物科学研究中被广泛使用。在选择提取方法时，需要考虑样品量、样品类型、实验目的和所需纯度等因素。植物DNA的提取方法的选择也可以根据实验室设备和研究经验进行调整，以获得满意的结果。 需要注意的是，植物样品在提取DNA之前需要进行适当的贮存和处理。样品应在低温下保存，以保持DNA的完整性。此外，处理样品时要避免污染和酶解，以确保提取的DNA质量。

实验四 植物DNA的提取

实验四植物DNA的提取 一、实验目的 掌握CTAB法从植物叶片提取DNA的原理和方法。采用CTAB法从植物叶片中提取基因组DNA，并进行纯度分析。 二、实验原理 1、核酸提取的基本原理 核酸是生物有机体中的重要成分，在生物体中核酸常与蛋白质结合在一起，以核蛋白的形式存在。核酸分为脱氧核糖核酸(DNA)和核糖核酸(RNA)两大类，在真核细胞中，前者主要存在于细胞核中，后者主要存在于细胞质及核仁里。在制备核酸时，通过研磨破坏细胞壁和细胞膜，使核蛋白被释放出来。 在浓氯化钠溶液(1～2 mol／L)中，DNA核蛋白的溶解度很大，RNA核蛋白的溶解度很小；而在稀氯化钠溶液(0.14 mol／L)中，DNA核蛋白的溶解度很小，RNA核蛋白的溶解度很大。因此，可利用不同浓度的氯化钠溶液将DNA核蛋白和RNA核蛋白从样品中分别抽提出来。分离得到核蛋白后，需进一步将蛋白等杂质除去，常采用的去除蛋白的方法有3种：①用含异戊醇的氯仿振荡核蛋白溶液，使其乳化，然后离心除去变性蛋白质，此时蛋白质凝胶停留在水相和氯仿相中间，而DNA溶于上层水相。用两倍体积的无水乙醇溶液将DNA钠盐沉淀出来。如果用酸性乙醇或冰乙酸来沉淀，得到的是游离的DNA。②用十二烷基硫酸钠(SDS)等去污剂使蛋白质变性，与核酸分离，从而从材料中直接提取出DNA。③用苯酚处理，然后离心分层，DNA溶于上层水相，蛋白变性后则停留在酚层内。 吸出上面水层，加两倍体积的无水乙醇溶液，得到白色纤维状DNA沉淀。反复使用上述方法多次处理DNA核蛋白溶液，就能将蛋白等杂质较彻底地除去，得到较纯的DNA制品。 为了彻底除去DNA制品中混杂的RNA，可用RNA酶处理。生物材料中含有的脂肪物质和大部分的多糖，在用盐溶液分离核蛋白和用乙醇或异丙醇分级沉淀时即被除去。 在DNA提取、制备的过程中，核酸极不稳定，许多因素可破坏其完整结构：①化学因素，核酸的结构在pH值4.0～11.0间较稳定，pH值在此范围外就会使核酸变性降解，故制备过程应避免过酸过碱。②物理因素，DNA分子链很长，是双螺旋结构，既有一定的柔性，又有一定的刚性，故强机械作用如剧烈搅拌会令DNA分子断裂，不利于收集，应加以避免。③酶的作用，细胞中普遍存在的核酸酶在细胞壁或膜遭到破坏时被释放出来，它会降解DNA分子。故须用酶的变性剂、抑制剂使之失活。操作过程最好在低温(0℃左右)下进行。常用的酶抑制剂有柠檬酸盐、氟化物、砷酸盐、乙二胺四乙酸盐、(ETDA-Na)等。 SDS和苯酚作为蛋白变性剂，同时可使核酸酶被破坏而失活。

植物DNA的提取

实验1 植物总DNA制备 原理：植物细胞中DNA位于细胞核和细胞质中，分离植物总DNA首先要破碎细胞壁，然后用SDS、CTAB、PEX等试剂裂解细胞膜系统，释放DNA到DNA 提取介质中。然后使DNA与蛋白质、多糖、多酚类物质分开，在乙醇或异丙醇作用下沉淀DNA。 目的：制备用于基因操作的高质量的植物总DNA。 方法：CTAB法 实验材料：高粱叶片 试剂： 1．DNA提取缓冲液(DNA extraction buffer) ① 1× CTAB 提取缓冲液２×CTAB 提取缓冲液 50 mM/L Tris.Cl pH 8.0 100 mM/L Tris.Cl pH 8.0 0.7 M/L NaCl 1.4 NaCl 10 mM/L EDTA 20 mM/L EDTA 1% CTAB 2% CTAB 0.1-2% β-巯基乙醇0.1-2% β-巯基乙醇 ②SDS提取缓冲液 100 mM/L Tris.Cl pH 8.0 100 mM/L NaCl 50 mM/L EDTA 2 % SDS

2．1×TE：10 mM Tris.Cl pH8.0；1 mM EDTA pH8.0 3．3M NaAc pH 5.2 ；预冷的异丙醇 仪器：水浴锅、离心机、 操作步骤： 操作步骤 ①植物叶片2-3g在液氮中研磨, 装入2ml 离心管中。 ②加800ul 提取缓冲液, 充分混匀。 ③ 65℃水浴60 min。 ④加等体积的酚/氯仿/异戊醇(25:24:1), 充分混匀。 ⑤ 6000rpm离心20min。 ⑥取上清, 加等体积的氯仿/异戊醇(24:1),充分混匀。 ⑦ 6000rpm离心20min。 ⑧取上清, 加1/10 体积的3M/L NaAc (pH5.2), 0.8 ×体积预冷的异丙醇, 混匀, 置-20 ℃一小时。 ⑨勾出或10000rpm 离心, 沉淀DNA。 ⑩ 70% 酒精洗沉淀2次。 ⑾风干DNA样品, 加适量TE溶解DNA, 置-20 ℃备用。 作业： 1．分离与提取植物总DNA的原理是什么？ 2．用CTAB方法制备植物DNA的操作过程中应注意那些事项？ 实验3 DNA分子的琼脂糖凝胶电泳检测

植物DNA和RNA提取方法

实验一植物基因组DNA的提取 一、实验目的 掌握植物总DNA的抽提方法和基本原理。学习根据不同的植物和实验要求设计和改良植物总DNA抽提方法。 二、实验原理 通常采用机械研磨的方法破碎植物的组织和细胞，由于植物细胞匀浆含有多种酶类(尤其是氧化酶类)对DNA的抽提产生不利的影响，在抽提缓冲液中需加入抗氧化剂或强还原剂(如巯基乙醇)以降低这些酶类的活性。在液氮中研磨，材料易于破碎，并减少研磨过程中各种酶类的作用。 十二烷基肌酸钠(sarkosyl)、十六烷基三甲基溴化铵(hexadyltrimethyl ammomum bromide，简称为CTAB)、十二烷基硫酸钠(sodium dodecyl sulfate，简称SDS)等离子型表面活性剂，能溶解细胞膜和核膜蛋白，使核蛋白解聚，从而使DNA得以游离出来。再加入苯酚和氯仿等有机溶剂，能使蛋白质变性，并使抽提液分相，因核酸(DNA、RNA)水溶性很强，经离心后即可从抽提液中除去细胞碎片和大部分蛋白质。上清液中加入无水乙醇使DNA沉淀，沉淀DNA溶于TE溶液中，即得植物总DNA溶液。 三、实验材料 水稻幼叶 四、主要试剂配方 2% CTAB抽提缓冲溶液: CTAB 4g NaCl 16.364 g 1M Tris-HCl 20ml( PH8.0) 0.5M EDTA 8ml，先用70ml ddH2O溶解, 再定容至200ml灭菌, 冷却后0.2-1% 2-巯基乙醇（400ul） 氯仿-异戊醇（24：1）：先加96ml氯仿，再加4ml异戊醇，摇匀即可。 五、实验步骤 1. DNA的提取 （1）2%CTAB抽提缓冲液在65℃水浴中预热。 （2）取少量叶片（约1g）置于研钵中，用液氮磨至粉状； （3）加入700ul的2%CTAB抽提缓冲液，轻轻搅动； （4）将磨碎液分倒入1.5 ml的灭菌离心管中，磨碎液的高度约占管的三分之二； （5）置于65℃的水浴槽或恒温箱中，每隔10 min轻轻摇动，40 min后取出； （6）冷却2 min后，加入氯仿-异戊醇（24：1）至满管，剧烈振荡2~3 min，使两者混合均匀； （7）放入离心机中10 000 rpm离心10 min，与此同时，将600 µl的异丙醇加入另一新的灭菌离心管中； （8）10 000 rpm离心1 min后，移液器轻轻地吸取上清夜，转入含有异丙醇的离心管内，将离心管慢慢上下摇动30 sec，使异丙醇与水层充分混合至能见到DNA絮状物； （9）10000 rpm离心1 min后，立即倒掉液体，注意勿将白色DNA沉淀倒出，将离心管倒立于铺开的纸巾上； （10）60 sec后，直立离心管，加入720 µl的75%乙醇及80 µl 5 M的醋酸钠，轻轻转动，用手指弹管尖，使沉淀与管底的DNA块状物浮游于液体中； （11）放置30 min，使DNA块状物的不纯物溶解； （12）10000 rpm离心1 min后，倒掉液体，再加入800 µl 75%的乙醇，将DNA再洗30 min；