实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南

凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.

１．取少量血

ａ．尾静脉大鼠、小鼠

ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊

ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠

ｃ．舌下静脉兔

ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍

ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅

２．取中量血

ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫

ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫

ｃ．耳中央动脉兔

ｄ．颈静脉狗、猫、兔

ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠

ｆ．断头大鼠、小鼠

ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅

ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅

３．取大量血

ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔

ｂ．心脏狗、猴、猫、兔

ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊

ｄ．摘眼球大鼠、小鼠

采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)

小鼠0.2 0.3

大鼠 1 2

豚鼠 5 10

兔10 40

狼狗100 500

猎狗50 200

猴15 60

1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃

左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠

0.3～0.5ml。

2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦

拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手

套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。

左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血

0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。

4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿

势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;

大鼠约5-10ml。

5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。

若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。

小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。

6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注

射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。

7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清

楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术

剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。

8.股动(静)脉采血先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。或者以搏动为指标，

右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml，大鼠约0.4-0.6ml。

正在做小鼠肿瘤动物模型方面的实验，对于小鼠的取血方法，效果比较满意：

１尾动脉针刺取血：将小鼠固定后，用２５G（５号）针头，在远端垂直刺入为正中动脉，用２００ul微量吸管吸取。该方法一次可以取0.2-0.3ml，比较安全可靠，可多次反复采血。

２小鼠心脏穿刺采血：需技术熟练，不过可以获得较多血标本。小鼠麻醉后固定，一助手用刀柄推挤右侧胸廓，使心脏相对固定，取血者用２９G胰岛素注射针在心尖搏动最强处或第三肋间胸骨左缘４mm处进针，刺入８－１０mm后，便回抽便缓慢拔出针，见到血液回流后，固定针头，抽取需的血标本量。技术熟练可以多次取血，间隔２－３天。

总结一下小鼠采血的几个问题：

1。最大安全采血量：小鼠循环血量占体重的6%，或50-70mi/kg

采血占全血量的10%不会对机体造成严重的不良影响。3-4周后可以重新采集一次。

特别注意的是：老年小鼠血量降低。疾病会加重不良反应，所以必须考虑这些影响因素。

采血后应补充响应体积的液体

如果需要很短时间反复采血，比如每天一次，每次的采血量不应超过全血的1%。

30g*6%=血量1.8mls

1.8mls*10%=0.18mls(最大安全采血量)

2。隐静脉采血法

隐静脉采血法是小量、反复小鼠采血的常用方法。特点是不用麻醉

3。颈静脉采血法

隐静脉采血法也是小量、反复小鼠采血的常用方法。特点是需要麻醉

4。心脏穿刺采血法。

麻醉动物

将动物仰放

局部酒精消毒

，用塑料注射器，从动物的左侧胸部，肋沿下，心尖部向右侧15-30度角刺入心脏，给小负压，小心操作. 采用大鼠股动脉采血。你可以先仔细分离股动脉，然后找医用最小号的静脉留置针，它是有个针芯的，小心一点还是很容易进针，固定好针头，如果您的大鼠不需要再继续存活的话，只需要把试管放在那让它自然放血，一次采血5－8ml是没有问题的。

从颈总或者腹主都可以取出5-6ml。200g的大鼠大概有10ml的血。

抗凝方法：

1,乙二胺四乙酸二钠(EDTA-NA2) 浓度10%,每0.1ml可使5ml血液不凝固.可用于血液学检验.

2,草酸盐合剂草酸铵6.0g,草酸钾4.0g,水定容到100ml,每0.1ml可使5ml血液不凝固.可用于血液学检验. 3,枸橼酸钠浓度3.8%,每0.5ml可使5ml血液不凝固.但仅使用于血沉检验.

4,肝素浓度0.5-1.0%,每1ml可使3-5ml血液不凝固.可用于血液有机成分与无机成分的测定,需要冰箱保存.

作用原理:

EDTA-NA2通过夺取血液中的钙离子,以阻止凝固.

草酸盐合剂与钙离子结合,形成草酸钙沉淀，以阻止凝固.

枸橼酸钠与钙离子形成非离子的可溶性化合物而阻止血凝。

肝素阻止血液中的凝血酶原形成凝血酶而阻止凝集.

常用的血液抗凝剂

1、1%肝素溶液0.1ml于试管内，旋转试管，使溶液均匀浸湿试管内壁，放入80～100℃烘箱烤干，每管能使5～10ml血液不凝。急性血压实验时可在充满生理盐水的动脉套管内注入肝素20～25mg。体内抗凝：500～1000u/kg。

市售的肝素注射液每1ml含肝素12500u（相当于肝素钠125mg，即1mg相当于100u）。应置冰箱内保存。

2、枸橼酸钠3.8%的枸橼酸钠溶液1份可使9份血液不凝，用于红细胞沉降速率的测定。因其抗凝血作用较弱而碱性较强，不适用于供化验用的血液样品。做急性血压实验时则用5～7%的枸橼酸钠溶液。

3、草酸钾常用于供检验用血液样品的抗凝。在试管内加饱和草酸钾溶液2滴（或10%溶液0.2ml），轻轻敲击试管，使溶液分散到管壁四周，置80℃以下的烘箱中烤干（烘烤温度过高，可使草酸钾分解为碳酸钾而失效），每管能使3～5ml血液不凝。供钾、钙含量测定的血样不能用草酸钾抗凝。

动物实验方法总结：组织研磨管的使用方法 临床样本或动物取材注意事项 动物模型

组织研磨管的使用方法 1.作用：只适用于蛋白提取、RNA提取、基因组DNA提取时的组 织裂解，不做他用； 2.组织研磨管：容量为1.5ml, 里面已经提前放置了研磨珠（有时也 不放置），研磨液（Trizol或RIPA裂解液，有时也不放置）一般在取回后才加入，如果已经加入了研磨液，请离心后才拧开管盖，以免研磨液溢出，对皮肤造成伤害，所以操作时，要小心注意！ 3.组织：把收取的组织分切，用生理盐水或PBS缓冲液把分切的组 织上的血液漂洗干净，然后用医用纱布或滤纸把组织表面的水分吸干，然后放入研磨管（组织体积大小为1颗绿豆至2颗黄豆，根据实际情况决定）中，然后把放入的组织尽量剪碎； 4.存放：上述过程应尽量在最短的时间内操作完毕，立即用液氮冻 结，然后置于液氮或-80℃保存； 5.操作事项：操作时间尽可能短，做好一个，立马放置一个；

实验方法总结（3）：动物模型部分 1、研究肿瘤细胞增殖 (2) 2、研究肿瘤细胞转移 (3) 2.1. 体外(浸润模型) (3) 2.2. 体内(转移模型) (3) 3、研究肿瘤细胞耐药 (5) 3.1. 耐药细胞株的建立 (5) 3.2. 裸鼠移植瘤耐药模型的建立 (6) 从肿瘤起源分，肿瘤动物模型的分类如下： 从研究目的来分，可以从增殖、转移、耐药三个角度来分析： 1、研究肿瘤细胞增殖 细胞准备：GeneA敲减慢病毒感染细胞扩增至需要的细胞量。分为：空白对照组、阴性对照组、实验组。 取Balb/c裸鼠，雄性，6周龄，每组10只，适应一周后进行肿瘤细胞注射。

XXX细胞消化离心后制成单细胞悬液，计数后取适量的细胞用PBS悬浮，在Balb/c裸鼠侧腹部皮下接种。每只接种2×106个细胞，注射体积为100 μL。此后，每隔5天测量注射部位肿瘤的体积。30天后裸鼠小鼠腹腔注射80 mg/kg 戊巴比妥钠，小鼠麻醉后置蓝色背景布上拍照（侧卧位，接种部位朝上），小鼠颈椎脱臼处死，取出肿瘤称重，将肿瘤置蓝色背景布上拍照，肿瘤一分为二，一份4%多聚甲醛固定，待后续病理分析，一份-80℃冻存。 2、研究肿瘤细胞转移 肿瘤转移的模型包括两大类：体外(浸润模型)和体内(转移模型)。体外(浸润模型)：了解肿瘤细胞对周围相连组织的侵润性。体内模型主要研究肿瘤细胞的转移性即肿瘤细胞在远端组织形成病灶的能力。 2.1. 体外(浸润模型) 例：浸润型脑胶质瘤动物模型的建立 方法：取若干只Balb/c免疫缺陷裸鼠，将分离和鉴定并转染携带绿色荧光蛋白的脑胶质瘤干细胞立体定向法行小鼠颅内接种，每组10只。小鼠麻醉后头部正中切口，剥离骨膜后钻孔(坐标是冠状缝后0.5 cm，矢状缝右侧2.5 cm) 。取2 μL胶质瘤干细胞以1×104 cells /只小鼠的剂量，经微量注射器缓慢注射入鼠脑纹状体内(深度是2.5 ～3 mm) 。在确定的时间点处死一部分动物进行荧光( 立体荧光显微镜下) 病理证实和比较，同时检查脑胶质瘤干细胞的体内生长特征以及干细胞标志物等。 2.2. 体内(转移模型)

实验动物采血指南

实验动物采血指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系

(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体

实验方法总结：动物模型部分

实验方法总结：动物模型部分 1、研究肿瘤细胞增殖 (1) 2、研究肿瘤细胞转移 (2) 2.1. 体外(浸润模型) (2) 2.2. 体内(转移模型) (2) 3、研究肿瘤细胞耐药 (4) 3.1. 耐药细胞株的建立 (4) 3.2. 裸鼠移植瘤耐药模型的建立 (5) 从肿瘤起源分，肿瘤动物模型的分类如下： 从研究目的来分，可以从增殖、转移、耐药三个角度来分析： 1、研究肿瘤细胞增殖 细胞准备：GeneA敲减慢病毒感染细胞扩增至需要的细胞量。分为：空白对照组、阴性对照组、实验组。 取Balb/c裸鼠，雄性，6周龄，每组10只，适应一周后进行肿瘤细胞注射。

XXX细胞消化离心后制成单细胞悬液，计数后取适量的细胞用PBS悬浮，在Balb/c裸鼠侧腹部皮下接种。每只接种2×106个细胞，注射体积为100 μL。此后，每隔5天测量注射部位肿瘤的体积。30天后裸鼠小鼠腹腔注射80 mg/kg 戊巴比妥钠，小鼠麻醉后置蓝色背景布上拍照（侧卧位，接种部位朝上），小鼠颈椎脱臼处死，取出肿瘤称重，将肿瘤置蓝色背景布上拍照，肿瘤一分为二，一份4%多聚甲醛固定，待后续病理分析，一份-80℃冻存。 2、研究肿瘤细胞转移 肿瘤转移的模型包括两大类：体外(浸润模型)和体内(转移模型)。体外(浸润模型)：了解肿瘤细胞对周围相连组织的侵润性。体内模型主要研究肿瘤细胞的转移性即肿瘤细胞在远端组织形成病灶的能力。 2.1. 体外(浸润模型) 例：浸润型脑胶质瘤动物模型的建立 方法：取若干只Balb/c免疫缺陷裸鼠，将分离和鉴定并转染携带绿色荧光蛋白的脑胶质瘤干细胞立体定向法行小鼠颅内接种，每组10只。小鼠麻醉后头部正中切口，剥离骨膜后钻孔(坐标是冠状缝后0.5 cm，矢状缝右侧2.5 cm) 。取2 μL胶质瘤干细胞以1×104 cells /只小鼠的剂量，经微量注射器缓慢注射入鼠脑纹状体内(深度是2.5 ～3 mm) 。在确定的时间点处死一部分动物进行荧光( 立体荧光显微镜下) 病理证实和比较，同时检查脑胶质瘤干细胞的体内生长特征以及干细胞标志物等。 2.2. 体内(转移模型)

二十种常见实验动物模型

二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂

含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。 Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry. The implications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial

动物试验模版

一. 背景： 本次动物实验相关疾病介绍、国内外相关治疗及研究的现状及结果（含临床、基础）、相关引文摘要等。 二、实验所用器械简介： 三、实验目的 1、使用猪或其他适宜动物为实验模型, 按照临床要求对产品进行模拟 使用，对* *器械的* *性能、* *效应进行测试。 2、通过动物实验取得数据和经验, 以便为产品的临床使用撰写详尽的使 用指南。 3、确定* * 器械置入猪后的最长可回收天数, 以便为临床使用的最长 可回收时间提供参考。 4、研究* *器械置入* *天后的可回收性, 以回答以往实验中未能解决 的* * 器械在置入* * 天后是否可取出的问题。 四、实验模型和材料 1、实验模型 （1）.动物模型：猪，体重：25?35KG （2）.体外模型：拟采用透明塑料软管作成的20mm 25mm两 种直径的下腔静脉模型。 2、材料： （1）* *器械采用XX公司研发生产的器械。 （2）其他手术配套器械采用临床通用器械。 3.过程要求：

本实验开始前必须取得动物道德委员会的许可（注：国外 有此要求，国内仅少数几家大医院有动物伦理委员会） 五.实验设计 动物数量及分组方法：实验动物共22头，在置入器械后分为A和B两组.A组动物采用介入方法取出滤器，B组动物采用外科方法经腹切开方法取出滤器.下腔静 脉滤器置入后饲养观察时间为7、10、12、14、16、20、30、60和90天，具体分组方法见下表。 分组（头） 时间（天）- A B 7 1 1 10 1 1 12 3 1 14 3 1 16 1 1 20 3 1 30 0 2 60 0 1 90 0 1 六、实验方法： 1、随机选取实验动物以1:1的比例进行* *实验，并记录* * 总结出的操作要求。7?20天实验用以观察器械置入后的可回收期，30、60、90天实验用以观察器械置入后的长期通畅情况。 2、所有动物器械取出前应造影复查，并与器械置入时的资料进行对比，判断器

项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法 一、接种方法 (一) 皮下注射 皮下组织疏松的部位都可皮下注射。一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml． (二) 皮内注射 先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。皮内注射量一般为0.1～0.2ml。 (三) 肌内注射 应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。一般多选臀部、大腿内侧或外侧。针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。家兔等大动物注射量不超过2ml。 (四) 腹腔注射 小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。 (五) 静脉注射 1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。 2．小鼠于尾部两侧静脉注射。固定小鼠使尾巴露出，置45℃～50℃温水浸泡1～2min，使尾部静脉扩张。取出尾巴，擦干消毒，在末端1/3或1/4处用左手捏住尾巴，右手持注射器，针头与静脉平行缓慢进针，试注入少许注射液，如无阻力，皮肤不发白，表示针头刺入静脉，否则应更换部位重扎。注射时多选用4 1/2# 针头。最大注射量为0.5ml。 二、采血方法 (一) 小鼠采血方法 1．断尾采血将小鼠固定，露出尾巴，用手轻揉或浸泡于45℃温水中数分钟或用酒精棉球涂擦，使尾血管充血。将鼠尾擦干，用剪刀剪去尾尖1～2mm。然后用手指从尾根部向尾尖捋，血即从断端流出。采血结束后消毒止血。此法采血每只小鼠可采十余次，每次可采血约0.1ml。 2．眼眶后静脉丛采血左手抓注鼠耳间头部皮肤，将头按在桌面或鼠笼上，轻压颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分突出，眶后静脉丛充血。右手持长为7～10cm 玻璃滴管(毛细管端内径1～1.5mm，长约1cm)或7# 针头的1ml 注射器，在内眼角与眼球之

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。

实验方法总结(3)：动物模型部分

实验方法总结（3）：动物模型部分 1、研究肿瘤细胞增殖 (1) 2、研究肿瘤细胞转移 (2) 2.1. 体外(浸润模型) (2) 2.2. 体内(转移模型) (2) 3、研究肿瘤细胞耐药 (4) 3.1. 耐药细胞株的建立 (4) 3.2. 裸鼠移植瘤耐药模型的建立 (5) 从肿瘤起源分，肿瘤动物模型的分类如下： 从研究目的来分，可以从增殖、转移、耐药三个角度来分析： 1、研究肿瘤细胞增殖 细胞准备：GeneA敲减慢病毒感染细胞扩增至需要的细胞量。分为：空白对照组、阴性对照组、实验组。 取Balb/c裸鼠，雄性，6周龄，每组10只，适应一周后进行肿瘤细胞注射。

XXX细胞消化离心后制成单细胞悬液，计数后取适量的细胞用PBS悬浮，在Balb/c裸鼠侧腹部皮下接种。每只接种2×106个细胞，注射体积为100 μL。此后，每隔5天测量注射部位肿瘤的体积。30天后裸鼠小鼠腹腔注射80 mg/kg 戊巴比妥钠，小鼠麻醉后置蓝色背景布上拍照（侧卧位，接种部位朝上），小鼠颈椎脱臼处死，取出肿瘤称重，将肿瘤置蓝色背景布上拍照，肿瘤一分为二，一份4%多聚甲醛固定，待后续病理分析，一份-80℃冻存。 2、研究肿瘤细胞转移 肿瘤转移的模型包括两大类：体外(浸润模型)和体内(转移模型)。体外(浸润模型)：了解肿瘤细胞对周围相连组织的侵润性。体内模型主要研究肿瘤细胞的转移性即肿瘤细胞在远端组织形成病灶的能力。 2.1. 体外(浸润模型) 例：浸润型脑胶质瘤动物模型的建立 方法：取若干只Balb/c免疫缺陷裸鼠，将分离和鉴定并转染携带绿色荧光蛋白的脑胶质瘤干细胞立体定向法行小鼠颅内接种，每组10只。小鼠麻醉后头部正中切口，剥离骨膜后钻孔(坐标是冠状缝后0.5 cm，矢状缝右侧2.5 cm) 。取2 μL胶质瘤干细胞以1×104 cells /只小鼠的剂量，经微量注射器缓慢注射入鼠脑纹状体内(深度是2.5 ～3 mm) 。在确定的时间点处死一部分动物进行荧光( 立体荧光显微镜下) 病理证实和比较，同时检查脑胶质瘤干细胞的体内生长特征以及干细胞标志物等。 2.2. 体内(转移模型)

实验动物模型

第章实验动物模型 第一节实验动物选择的原则 第二节生物科学研究中的动物模型

实验动物模型 选择什么样的实验动物作实验是生物医学研究工作中一个重要环节，不能随便选用一种实验动物来作科学研究，因为在不适当的动物身上进行实验，常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。事实上，每一项科学实验都有其最适宜的实验动物。

第一节实验动物选择的原则 ?科学研究工作中实验动物的选择，首先应根据实验目的和要求来选择，其次再参考是否容易获得、是否经济，是否容易饲养和管理等情况。 ?在实验动物选择上必须注意三点，即实验动物的种类（Species）；品种（Breed）或品系（Strain）；质量和实验动物的健康状态。

尽量选择与研究对象的机能、代谢、结构及疾病特点相似的实验动物； ?生物医学研究的根本目的是要解决人类疾病的预防和治疗问题。因此，在选择实验动物时应优先考虑的问题是动物的种系发展阶段。在可能的条件下，尽量选择那些机能、代谢、结构和人类相似的实验动物作实验。一般来说，实验动物愈高等，进化愈高，其机能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人类，猴、狒狒、猩猩、长臂猿等灵长类动物是最近似于人类的理想动物。

第二节生物科学研究中的动物模型 一、动物模型的意义和优越性 ?生物科学研究的进展常常依赖于使用动物模型作为实验假说和临床假说二者的试验基础。人类各种疾病的发生发展是十分复杂的，要深入探讨其疾病的发病机理及疗效机理不能也不应该在病人身上进行。可以通过对动物各种疾病和生命现象的研究，进而推用到人类，探索人类生命的奥秘，以控制人类的疾病的衰老，延长人类的寿命。

常用实验大小鼠采血方法及其对实验动物福利的影响

2019年1月 第29卷一第1期 中国比较医学杂志 CHINESE JOURNAL OF COMPARATIVE MEDICINE January,2019 Vol.29一No.1 杨健莉,刘佳,郑志红.常用实验大小鼠采血方法及其对实验动物福利的影响[J].中国比较医学杂志,2019,29(1):90-94. Yang JL,Liu J,Zheng https://www.sodocs.net/doc/6e13942751.html,parison and analysis of blood sampling methods from rats and mice [J].Chin J Comp Med,2019,29(1):90-94. doi:10.3969/j.issn.1671-7856.2019.01.016 [基金项目]国家自然科学基金(2015408002)三 [作者简介]杨健莉(1989 ),女,学士学位,专业:实验动物学三E-mail:yangjianli0603@https://www.sodocs.net/doc/6e13942751.html, [通信作者]郑志红(1969 ),女,教授,研究方向:实验动物转基因与基因敲除研究三E-mail:zhihongzheng@https://www.sodocs.net/doc/6e13942751.html, 常用实验大小鼠采血方法及其对 实验动物福利的影响 杨健莉,刘一佳,郑志红? (中国医科大学实验动物部,沈阳一110122) 一一?摘要?一近些年大量的文献对实验大小鼠采血方法进行了比较研究,以探究出最适合的采血方法,从而获得 高质量的血液样本三本文主要介绍了几种实验大小鼠常用的采血方法,及不同采血方法对动物福利的影响,为选择最适的采血方法提供相关的理论依据,提高实验效率,降低实验影响三 ?关键词?一实验大小鼠;采血方法;实验动物福利 ?中图分类号?R -33一一?文献标识码?A一一?文章编号?1671-7856(2019)01-0090-05 Comparison and analysis of blood sampling methods from rats and mice YANG Jianli,LIU Jia,ZHENG Zhihong ? (Department of Laboratory Animal Science,China Medical University,Shenyang 110122,China) 一一?Abstract ?一Recently,many studies have compared different methods for blood collection from experimental rats and mice to determine the most suitable method to obtain high-quality blood samples.This review introduces several blood collection methods commonly used in rats and mice,and their effects on animal welfare.This will provide a theoretical basis for selecting the most suitable method of blood collection to improve experimental efficiency and reduce the impact on experimental results. ?Keywords ?一experimental rats and mice;methods of blood collection;laboratory animal welfare 一一实验大小鼠的使用在哺乳动物实验中约为 75%左右[1],主要应用于药代动力学二毒理学二行为学二遗传学以及肿瘤学等领域,对实验大小鼠进行血液采集是实验操作过程中重要的实验操作,不同的采血方法对动物组织损伤程度二采血间隔及采血量要求等各不相同;那么选择适合的采血方法,获得高质量的血液样本,是获得良好动物实验数据的基础三本文主要介绍几种大小鼠常用的采血方法,对采血量的确定二采血频率 的选择及不同采血方法对动物福利的影响进行阐述,为实验者在操作过程中选择合适的采血方法提供依据三1一常用的采血方法 依据采血位点不同实验大小鼠常用的采血方法可分为鼠尾采血二眼眶采血二颈静脉采血二隐静脉采血二面部采血二心脏采血和腹主动脉采血;下面分别对不同的采血方法要点及应用进行介绍三

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南 凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. １．取少量血 ａ．尾静脉大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 ｃ．舌下静脉兔 ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍 ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅 ２．取中量血 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫 ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫 ｃ．耳中央动脉兔 ｄ．颈静脉狗、猫、兔 ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠 ｆ．断头大鼠、小鼠 ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅 ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅 ３．取大量血 ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球大鼠、小鼠

采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小鼠0.2 0.3 大鼠 1 2 豚鼠 5 10 兔10 40 狼狗100 500 猎狗50 200 猴15 60 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃ 左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠 0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦 拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手 套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。 左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血 0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿 势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml; 大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。 若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。 小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注 射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清 楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术

(完整word版)动物免疫与动物采血实验操作规范

动物免疫与动物采血 一、动物保定 在进行动物免疫和动物采血之前，进行动物保定是非常必要的。正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证试验顺利进行。下面介绍几种常见实验动物的保定方法。 1 小鼠的抓取固定方法 小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。抓取时先用右手抓取鼠尾提起，放在其前，爪能抓牢的物体表面稍后提，或放在实验台上，在其向前爬行时，用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤，把鼠体置于左手心中，将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。右手即可进行各种操作，如注射、灌胃及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时，则需将小鼠做一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式（必要时先进行麻醉），再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。尾静脉采血或尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定；或倒放适当大小和重量的容器，把小鼠放在里面只露尾巴，这种容器能够压住尾部不让活动，同时起，到驱赶血液的作用；或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。 如只想移动小鼠，可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。 2 大鼠的抓取固定方法 4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来，周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。 由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套，轻轻抓住尾巴后提起，置于试验台上，固定方法随操作目的而定。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠，使其只露尾部；如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃，可用右手提住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，如铁丝笼子，稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长，用左手贴在鼠背，捏紧头顶部和背部皮肤，即可将大鼠固定在左手中，右手可进行其他操作；如需长时间固定操作，可将大鼠四肢固定在木板上，用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。 3 豚鼠的抓取固定方法 豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用右手大把抓起来，用手固定，方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。也可用固定器固定豚鼠或将豚鼠四肢固定在木板上。 4 家兔的抓取固定方法。 家兔比较顺服不会咬人，但脚爪较尖，应避免抓伤。进行皮下、腹腔、肌肉注射或测肛温时，只须将家兔抓牢或按住就行即可，抓兔的方法是用右手把两耳轻轻地拿在手心，抓紧颈后部的皮厚处，提取兔，然后用左手托住臀部，使兔的体重大部分落在左手上，不能单提两耳，因为兔耳并不能承担全身重量，易造成疼痛而引起挣扎。单提两耳，捉拿四肢，提抓腰部和背部都是不正确的抓法。 当只对兔的头部进行操作时，如耳静脉注射、采血等，可用兔固定器固定头部，对兔进行测量血压，呼吸及手术时，可将兔固定在实验台上，四肢用棉绳固定在实验台两侧，另用一根棉绳拴住兔的两只门牙，另一端固定在实验台的铁柱上即可。

常用实验动物的采血方法简介

常用实验动物的采血方法 一小鼠和大鼠的采血方法 1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。 2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏 紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。 3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。 4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。 5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。 6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。 7、股动脉采血:大量取血时常用此法。需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。 二豚鼠、家兔的采血方法 1、家兔耳缘静脉采血 穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。具体方法同耳缘静脉注射给药。此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。针头不可连接注射器，直接让血液滴在有抗凝剂的试管内。 切割采血法：当兔耳部血管被充分扩张后，可用刀片割破耳缘静脉，或用注射针刺破耳缘静脉，让血液自然流出。采血穿刺和注射穿刺方向不同。采血穿刺逆血流方向行针，采血量越大，越要靠近根部行针。 2、兔耳中央动脉采血：经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约15 ml/次血。操作方法基本与静脉采血同。由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。 3、豚鼠耳缘切割采血法:方法同兔相同。 4、心脏采血法:对豚鼠、兔、猫、狗都适用。 采血前，将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。于左侧第 3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液可自动迸入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以免造成气胸而导致动物很快死亡。经6～7天后可重复穿刺采血。 5、体表静脉采血 （1）兔后肢胫部皮下静脉采血 将兔仰卧固定，拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，可在胫部外侧皮下，见到皮下静脉。用左手拇指、食指固定好血管，右手持，与皮下静脉平行进针，抽血有回血即可采血。采血完毕后用棉球压迫止血，因为此处