稳定细胞株筛选

稳定株构建 FAQ

转自微博思路迪慢病毒包装

1，什么是瞬时转染和稳定转染？

答：瞬时转染：顾名思义，外源片段的表达时间短暂。这主要是因为外源导入的裸露的载体整合入基因组的几率非常低，所以以染色体外(episomal)形式存在，不能随细胞分裂而一同复制导致最后拷贝数被稀释导致的。而且考虑到细胞分裂会稀释质粒的量，所以起初转染的质粒拷贝数极高。这就导致瞬时转染呈现一个高拷贝到低拷贝迅速降低的过程，且无法在这个系统上实现可诱导表达。稳定转染：是相对瞬时转染而言，进入细胞的质粒整合入细胞基因组中，并能随细胞分裂稳定传递下去。在这个系统中，质粒表达稳定，拷贝数低，且能实现诱导表达。稳定转染并不是一种与瞬时转染不同的方法，只是对瞬时转染的细胞进行筛选，得到稳定整合的细胞株。稳定整合的几率因基因传递的方法而异，跨度可以从10-8到10-1。因此，对于有的转染方法，比如化学试剂介导的转染，其整合几乎可以忽略不计。质粒载体整合的位点并不是完全随机分布，依据不同的基因传递方法，呈现不同的靶向倾向性，所以是一种半随机整合。不同基因传递方法对质粒稳定表达的影响见表XXXX。

2，设计稳定株构建实验需要考虑的因素有哪些？

?答：稳定整合试验中需要考虑的几个关键因素有：

?1)，外源插入片段的拷贝数。多数情况下，低拷贝甚至是单拷贝可以减少人为实验因素的干扰。

?2)，整合的几率，这不仅决定了稳定株筛选的难易程度，而且还可以帮助人们更容易得到混合稳定株。

?3)，整合位点的转录活跃度，决定了稳定株中外源片段的表达质量。最理想的状况是单拷贝，但转录活性比较高。

?4)，整合后的稳定性。不同的整合位点决定了外源片段在染色体中的稳定性，有些区域易发生重组或者丢失，从而导致稳定株再次丢失的情况。

?5)，最好使用混合稳定株或者获得多个不同单克隆稳定株。因为稳定整合往往伴随这插入失活宿主内源基因，所以实验时通过使用混合稳定株，

或者对多个单克隆稳定株进行比较，可以帮助研究人员获得更精确的实

验数据。

3，什么时候需要稳定细胞株？

?答：以下实验，构建稳定细胞株而不是瞬时转染更能满足实验要求：

?1)，外源片段在分裂细胞中长期(>2周)稳定表达。虽然普通转染实验一般只能保证2-4天的转染和表达效率，但腺病毒载体在多数分裂细胞中

可以维持2-4周内的高转染效率和表达周期。而非分裂细胞，可以使用

腺相关病毒载体转导外源基因，因为腺相关病毒载体在许多非分裂细胞

中可以保持长达1年的高效表达。

?2)，需要构建使用诱导表达系统，这主要是由于：a)，过表达基因或者干扰目的基因引起细胞毒性或者抑制细胞生长等不利因素;

?b)，目的基因的过表达或者干扰需要时空特异性。

?3)，希望控制目的基因过表达或者干扰的拷贝数，以避免引入人为因素影响实验结果的精确性。构建稳定株可以帮助筛选拷贝数适量的细胞进行

实验研究。

?4)，部分细胞种类，病毒载体亦无法达到高转导效率，通过构建稳定株，达到外源片段的高效表达。

?5)，长期在少数几类细胞中研究几个基因的功能，通过构建稳定株，可以大大降低频繁转染或者病毒包装的成本，也极大方便实验研究。

?6)，部分蛋白稳定性极强，瞬时RNA干扰因为作用周期短，只能抑制目的基因的表达，但无法去除已经表达的目的蛋白，所以需要通过构建稳定

株实现更好的基因干扰效果。

?7)，需要往动物体内注射表达有外源片段的细胞。需要构建稳定细胞株，以防止注射入动物体内后，很快外源片段表达丢失。

?8)，细胞个体差异(同一类细胞，不同个体细胞基因组存在差异)对实验结果有干扰，需要构建单克隆细胞株去除干扰。

?9)，需要将外源片段插入基因组中，比如基因敲除，基因插入突变筛选等修饰基因组的实验。

4，什么时候不需要构建稳定株？

?答：以下实验不需要构建稳定株：

?1)，希望迅速观察目的基因过表达或者干扰效果。例如在正式实验之前进行的小规模预实验。

?2)，2-4天的瞬时表达已经可以达到具体的实验目的，比如检测两个外源转染的目的蛋白之间的相互作用，或者观察某些细胞周期抑制，凋亡或

细胞存活相关基因的细胞表型。

?3)，细胞个体差异对实验结果有影响。体外培养非原代细胞，多为转化细胞系或者癌细胞，细胞个体差异大，瞬时转染或者使用腺病毒/腺相关

病毒载体进行转导更可以反映细胞群体行为。或者使用逆转录病毒载体

构建混合稳定株。

5，病毒载体构建稳定细胞株有什么优势？

?答：化学试剂介导的转染方法和电转，整合率低，同时整合位点不稳定，易发生再次丢失的情况，而且整合位点一般都在转录活跃区之外，所以

并不是理想的稳定整合工具。另外，整合后的拷贝数是由核内的外源DNA

局部浓度，而不是转染时的DNA的量决定，而化学方法在输入质粒载体

入核的效率比电转和病毒载体相比要低得多，导致其转染相同细胞所用

质粒载体用量要大大高于其它方法，造成入核质粒载体量难以控制，这

也解释了为什么化学转染方法和其它两种方法比，更倾向于得到串联多

拷贝。以上种种因素，导致使用非病毒载体转染方法构建稳定株，成功

率低，稳定性差，稳定克隆株易出现不均一(含有非整合细胞)等缺点。

?逆转录病毒载体由于整合率高，是非常理想的稳定株构建工具(表1)。而且通过控制逆转录病毒载体转导的实验条件，理论上可以确保每个细胞

只有单拷贝插入。同时由于病毒载体是通过病毒重组酶将外源片段整合

入染色体中，其整合特性和病毒自身整合特性非常相似：偏向于转录活

跃区段，且整合后非常稳定，在传代100次后仍然保留在宿主基因组中。

最重要的是整合几率和所有其它化学，物理转染方法比，增加5至6个

数量，使得稳定株构建不再成为实验研究的障碍。由于整合几率非常高，

所以很容易获得混合稳定株。

?表1:不同转染方法介导的稳定整合参数比较

?

?腺病毒载体整合率和普通转染方法差异不大，被认为是不能整合的一类病毒载体，因此相关研究数据较少，不建议用来构建稳定株。非野生型腺

相关病毒载体(Rep-)整合率较低，但因为野生型病毒载体可以定点将病

毒基因组整合于人19号染色体，所以从安全性和稳定性角度来说，潜

力都非常巨大。由于诸多因素，研究人员仍然在对其进行改造中，包括

考虑到啮齿类动物不含有人19号染色体对应的整合位点序列。

6，筛选稳定细胞株的方法主要有哪些？

?答：主要有三类方法：

?1)，单克隆环法：此类方法多用于整合率低的转染方法或者需要得到单克隆细胞株的实验。其优点在于工作量小，只需将转染或者病毒载体感染

后的细胞按照一定的细胞密度转移至新皿中，并使用合适的药物进行筛

选，最后在克隆环的帮助下对单克隆细胞株进行挑选，并在新皿中完成

扩增。缺点在于需要对细胞密度和药物浓度绘制致死曲线并选取合适的

细胞密度和药物浓度进行筛选，一些细小的密度和浓度差别都会导致难

以获取均一的单克隆，结果导致获取的克隆不纯，含有非整合的细胞。

稳定整合的细胞在这样一类混合细胞中，很快会失去生长优势，最终导

致失去稳定株。

?2)，96孔单克隆稀释法：此类方法同样多用于整合率低的转染方法或者需要得到单克隆细胞株以及筛选悬浮细胞稳定株的实验。其优点在于，

理论上可以得到非常均一的单克隆，同时可以筛选悬浮细胞稳定株。其

缺点在于，工作量比较大。

?3)，逆转录病毒混合克隆制备法：此类方法适用于需要制备混合稳定株。

优点在于可以在短时间内(1周)获得稳定细胞株，同时也可以随时将细

胞稀释转移至新皿中获得单克隆细胞株。缺点在于需要制备逆转录病毒

载体。思路迪公司的研究人员开发出快速制备病毒并获得稳定细胞株的

技术，帮助科学家们迅速获得稳定株。

7，为什么常规转染方法筛选稳定株异常困难？

?答：常规化学转染或者电转方法，其整合是非同源重组随机整合，几率非常低(10-8-10-6) ，且这些转染条件下发生的整合多发生在转录非活

跃区或者重复序列区，导致外源片段表达效率低，同时这些整合常常不

稳定，随着传代次数的增加，即使在有压力选择的情况下也容易发生丢

失。

8，为什么病毒载体介导的稳定株筛选方法效率要比常规方法高？

?答：逆转录病毒载体的染色体整合依赖于病毒重组酶，是一个酶催化反应，因此效率相比随机整合要高多个数量级。而且整合位点多位于转录活跃

区，因此表达效率高。同时其整合非常稳定，连续传代100代以上仍然

保持稳定表达。

9, 如何选择适合的病毒包装类型进行稳定株筛选？

?答：并非所有的病毒载体都适合用来进行稳定株筛选(表六)，首先需要挑选整合效率高，整合位点稳定的病毒载体。至今为止，逆转录病毒载体

是最有效的可以介导基因整合的病毒载体。其次，依据具体实验要求，

挑选不同整合位点倾向性的逆转录病毒载体。倾向于整合于转录起始位

点附近的，容易造成下游基因的激活; 而整合于转录活跃基因内的，容

易导致整合区基因的插入失活。

10, 病毒载体介导的稳定株筛选方法可以适用于任何靶细胞吗？

?答：虽然普通的逆转录病毒载体可以用来进行稳定株的构建，然而这一类病毒载体并不能高效感染非分裂细胞，因此对于这一类分化细胞，可以

使用慢病毒载体进行稳定株构建。也可以使用腺相关病毒载体高效感染

非分裂细胞，这一类病毒载体虽然整合率低于慢病毒载体，但其可以以

染色体外形式长期(数月至数年)存在于非分裂细胞中，因此可以避免进

行稳定株筛选。

11, 思路迪提供的含有病毒载体元件的细胞稳定株的安全性如何？

?答：这些病毒载体在整合入靶细胞后，缺少必要的病毒包装元件，产生功能性病毒的几率非常低，因此进行体外细胞实验或者动物实验时，很安

全。不过，即使如此，对这些携带有病毒载体元件的细胞株处理也要按

照标准废弃病毒载体操作流程执行。

12, 为什么稳定株构建服务中不使用腺病毒载体？

?答：腺病毒载体由于其整合几率极低，被普遍认为是不具备整合能力的病毒载体，所以一般不用来进行稳定株构建。

13, 单克隆稳定株和混合克隆稳定株有什么区别？我该选择哪一类用于我的实验？

?答：单克隆稳定株顾名思义来源于含有稳定整合外源片段的单个细胞的扩增，而混合稳定株则由多个单克隆稳定株构成的克隆群，不同的单克隆

其外源片段的整合位点不一样。由于体外细胞多属于细胞系，其基因组

呈现不稳定的特点，因此即使是同类细胞，不同细胞个体基因组背景都

存在差异。当需要去除细胞群体干扰因素的时候，推荐使用单克隆稳定

细胞株，其基因组背景相对单一，对实验结果干扰因素小。当进行系统

生物学研究时，多考虑这类因素。同时也是由于不同细胞个体差异大，

而且不同整合位点的单克隆细胞株表现出来的细胞行为可能不一致，所

以许多实验使用混合克隆株更能去除细胞间差异造成的干扰。混合稳定

株可以通过逆转录病毒直接筛选获得，或者通过讲众多不同的单克隆稳

定株混合获得。前者无论是是从质量，还是时间周期来看都更好。14, 怎么判别筛选的稳定株是单克隆？

?答： 1)，如果外源片段含有荧光标记，可以直接使用流式细胞仪检测其荧光是否均一; 如果还有其它标签，可以进行免疫荧光标记，再使用流

式细胞仪观察荧光分布是否出现均一峰值。因为不同单克隆由于整合位

点不一样，其表达强度也会受附近染色体结构的影响，出现差异。

?2)，如果外源片段不含任何标签或者荧光标记，则可以使用分子生物学比如Southern Blot的方法鉴定。

?3)，使用96孔板稀释法筛选，得到的阳性克隆一般是单克隆。因为最初如果混有非整合细胞，则含有整合外源片段的单细胞多半会失去生长优

势，无法得到阳性克隆。使用单克隆环法，如果挑取的是致密，单一的

克隆，那么多半也是单克隆。

15，如何判别筛选的稳定株是100%含有外源整合片段的细胞群？

?答：通过观察所携带的荧光标记或者对外源插入片段进行免疫荧光标记可以判断稳定株是否混有非整合细胞。

16，为什么有的时候构建RNAi稳定株对达到高效的基因干扰效果是必须的？

?答：RNA干扰效应主要是影响目的基因所表达的mRNA的稳定性或者翻译，并不影响已经存在的目的蛋白的状态。部分蛋白其稳定性异常高，即使

mRNA的表达水平或者翻译受到干扰，目的蛋白仍然可以在很长一段时间

内发挥功能。因此需要进行稳定株筛选，以挑取干扰效果好的细胞克隆

进行实验。在一些极端情况下，甚至需要进行第2轮稳定株筛选，才能

获得一个比较好的RNA Knock down细胞株。

整理)慢病毒稳转细胞株步骤

稳转慢病毒 一、所需试剂 1、慢病毒载体（详细信息见附录及《质粒的扩增提取》）（大肠杆菌-80℃保存2-3年，质粒-20℃保存2-3年，病毒液-80℃保存1年） （1）载体质粒：两端的LTR、剪切位点、包装信号Ψ以及抗性或荧光基因、gag基因5′端350bp的序列及位于env序列中的RRE，含宿主RNA聚合酶识别部分 （2）包装质粒（psPAX2）：包含了pol、gag包装成分 （3）包膜质粒（pMD2.G）：用其他病毒的包膜蛋白代替了env基因. 三种质粒共同转染产生不具有自我复制能力的病毒载体。 2、包装细胞：293T细胞 3、菌株：大肠杆菌，用于提取质粒 4、转染试剂：XTREME-GENE（-20℃保存，不可分装），一种脂质与其他组份构成的混合物 5、浓缩试剂（配好后4℃保存，原材料室温保存）：5X PEG8000/NaCl溶液（聚乙二醇）：NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中，高压蒸汽灭菌 **也可直接从公司买来病毒液（-80℃封口膜封口冻存管保存，4℃保存3天）：滴度一般为108TU/ml 6、10mg/ml polybrene（-20℃分装保存）：溴化己二甲铵。是带正电的小分子，与细胞表面的阴离子结合，提高慢病毒对细胞的感染效率，通常加入polybrene 能提高感染效率2～10 倍。有一定细胞毒性，需要摸索浓度（1～10μg/ml） 7、无血清培养基：optimen 8、贴壁细胞（复后3代以上的细胞） 9、puromycin：嘌呤霉素，用于筛选稳转细胞 二、具体步骤 <一>病毒包装与收集（中皿，转染步骤类似于瞬转） 第一天 1、种板，10×105个293T细胞，加入全培养基双抗DMEM 4-5ml，过夜 2、配制5X PEG8000/NaCl溶液 称取NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中；121摄氏度 30min 湿热灭绝 30min；保存在4℃ 第二天 2、加入2ml全培养基DMEM 3、将1加入2，孵育10h，换成5ml全培养基

2020年整理)慢病毒稳转细胞株步骤

作者：空青山 作品编号：89964445889663Gd53022257782215002 时间：2020.12.13 稳转慢病毒 一、所需试剂 1、慢病毒载体（详细信息见附录及《质粒的扩增提取》）（大肠杆菌-80℃保存2-3年，质粒-20℃保存2-3年，病毒液-80℃保存1年） （1）载体质粒：两端的LTR、剪切位点、包装信号Ψ以及抗性或荧光基因、gag基因5′端350bp的序列及位于env序列中的RRE，含宿主RNA聚合酶识别部分 （2）包装质粒（psPAX2）：包含了pol、gag包装成分 （3）包膜质粒（pMD2.G）：用其他病毒的包膜蛋白代替了env基因. 三种质粒共同转染产生不具有自我复制能力的病毒载体。 2、包装细胞：293T细胞 3、菌株：大肠杆菌，用于提取质粒 4、转染试剂：XTREME-GENE（-20℃保存，不可分装），一种脂质与其他组份构成的混合物 5、浓缩试剂（配好后4℃保存，原材料室温保存）：5X PEG8000/NaCl溶液（聚乙二醇）：NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中，高压蒸汽灭菌 **也可直接从公司买来病毒液（-80℃封口膜封口冻存管保存，4℃保存3天）：滴度一般为108TU/ml 6、10mg/ml polybrene（-20℃分装保存）：溴化己二甲铵。是带正电的小分子，与细胞表面的阴离子结合，提高慢病毒对细胞的感染效率，通常加入polybrene 能提高感染效率2～10 倍。有一定细胞毒性，需要摸索浓度（1～10μg/ml） 7、无血清培养基：optimen 8、贴壁细胞（复苏后3代以上的细胞） 9、puromycin：嘌呤霉素，用于筛选稳转细胞 二、具体步骤 <一>病毒包装与收集（中皿，转染步骤类似于瞬转） 第一天 1、种板，10×105个293T细胞，加入全培养基双抗DMEM 4-5ml，过夜 2、配制5X PEG8000/NaCl溶液 称取NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中；121摄氏度 30min 湿热灭绝 30min；保存在4℃ 第二天

常用细胞系所用培养液参考

常用细胞系所用培养液参考，其它详细参见ATCC细胞库(https://www.sodocs.net/doc/3c470490.html,) 细胞系名称细胞类型物种来源组织培养液与血清 293成纤维细胞 人 胚胎肾 MEM, 10% 马血清 3T6成纤维细胞 小鼠 胚胎 DMEM, 10% FBS A549上皮样 人 肺癌 F-12K, 10% FBS A9成纤维细胞 小鼠 结缔组织 DMEM, 10% FBS AtT-20上皮样 小鼠 垂体肿瘤 F-10, 15%马血清+ 2.5% FBS BALB/3T3成纤维细胞 小鼠 胚胎 DMEM, 10% FBS BHK-21成纤维细胞 仓鼠 肾 DMEM, 10% FBS or MEM, 10% FBS and NEAA BHL-100上皮样 人 乳腺 McCoy'5A, 10% FBS BT成纤维细胞 牛 鼻甲细胞 MEM, 10% FBS and NEAA Caco-2上皮样 人 结肠腺瘤 MEM, 20% FBS and NEAA Chang上皮样 人 肝 BME, 10% 牛血清 CHO-K1上皮样 仓鼠 卵巢 F-12, 10% FBS Clone 9上皮样 大鼠 肝 F-12K, 10% FBS Clone M-3上皮样 小鼠 黑色素瘤 F-10, 15%马血清+ 2.5% FBS COS-1成纤维细胞 猴 肾 DMEM, 10% FBS COS-3成纤维细胞 猴 肾 DMEM, 10% FBS COS-7成纤维细胞 猴 肾 DMEM, 10% FBS CRFK上皮样 猫 肾 MEM, 10% FBS and NEAA CV-1成纤维细胞 猴 肾 MEM, 10% FBS D-17上皮样 犬 骨肉瘤 MEM, 10% FBS and NEAA Daudi淋巴样 人 淋巴瘤患者外周血 RPMI-1640, 10% FBS GH1上皮样 大鼠 垂体瘤 F-10, 15%马血清+2.5% FBS GH3上皮样 大鼠 垂体瘤 F-10, 15%马血清+ 2.5% FBS H9淋巴样 人 T-细胞淋巴瘤 RPMI-1640, 20% FBS HaK上皮样 人 肾 BME, 10% 牛血清 HCT-15上皮样 人 结肠腺癌 RPMI-1640, 10% FBS HeLa上皮样 人 宫颈癌 MEM, 10% FBS and NEAA (in suspension, S-MEM) HEp-2上皮样 人 喉癌 MEM, 10% FBS HL-60淋巴样 人 早幼粒细胞白血病 RPMI-1640, 20% FBS HT-1080上皮样 人 纤维肉瘤 MEM, 10% HI FBS and NEAA HT-29上皮样 人 结肠腺癌 McCoy's 5A, 10% FBS HUVEC上皮样 人 脐带 F-12K, 10% FBS 肝素100 ug ml I-10上皮样 小鼠 睾丸肿瘤 F-10, 15%马血清+2.5% FBS IM-9淋巴样 人 骨髓瘤患者骨髓 RPMI-1640, 10% FBS JEG-2上皮样 人 绒毛膜癌 MEM, 10% FBS Jensen成纤维细胞 大鼠 肉瘤 McCoy's 5A, 5% FBS Jurkat淋巴样 人 淋巴瘤 RPMI-1640, 10% FBS

最全的G418筛选稳定表达细胞系总结4

(一)筛选结果鉴定: （1)基因组ＤＮＡ提取→PＣR鉴定外源基因 （２)SHG－44-重组pcDNA3阳性细胞、SHG-４4-vect裂解→聚丙烯酰胺凝胶电泳→免疫印迹鉴定Ｐ16蛋白表达(Westeｒn-blot)。 (3)测定外源性基因对ＳHＧ-４４细胞增殖的影响 ①流式细胞仪分析：SHG-４4、ＳHＧ－44-vect、SＨG-44-重组ｐｃDＮA3→单细胞悬液→７0%酒精固定→裂解细胞→核糖核酸酶消化→碘化丙啶染色→上机分析G1期和G2/M、Ｓ期比例。 ②细胞生长曲线测定：SHG-4４、SHＧ-4４-vect、SＨG-44-重组ｐcＤ NA3→5×104/孔接种２4孔培养板→２４hr后各自用苔盼蓝染色计数细胞→计算细胞生长抑制百分率。 ③软琼脂克隆形成率分析:SHG－44、SＨＧ-44－vect、ＳHG-44－重组pｃDNA3→1０4细胞→0.3％低熔点琼脂糖培养→１－２周后计数不可少于５0个细胞的克隆数→计算克隆形成率抑制率。 三、注意事项 1、优化转染条件(脂质体的用量、DNA密度、细胞密度、脂质体和ＤNA 混合孵育时间)每种细胞和质粒均须进行。用于转染的核酸应高度纯化。为避免微生物污染，所用溶液滤过灭菌，以及随后的使用应在无菌条件下,这是细胞惯常的做法。但是，脂质体以及脂质体／DNA混合物无需滤过除菌。 ２、预备脂质体/DNA混合物必须在无血清下进行。但是在随后的脂质体／ＤＮＡ与被转染细胞共孵育的过程中,血清又是培养基的一部分。 3、在转染之前更换培养基,可提高转染效率，但所用培养基必须37℃预温。 ４、脂质体／DNA混合物应当逐滴加入，尽可能保持一致，从培养皿一边到另一边,边加入边轻摇培养皿,以确保均匀分布和避免局部高浓度。 常见问题和解答： Q：我觉得套环法操作不如９6孔办法效率高。 A：也不一定.依据实验目的与要求而定.如果克隆效率较低的细胞,套环可能更好.用９6孔板法,如果不是每孔单个细胞,就不能保证是单克隆．即使是增加到每

稳定转染细胞株的制备

稳定转染细胞株的制备 带质粒的大肠杆菌的激活和扩增 （1）取-80℃冻存的带有质粒的大肠杆菌在室温解冻，或者放置37℃恒温水中约 2min,待冰完全融解即可使用。 （2）LB 培养基的制备按照如下配方配制 胰蛋白胨(Tryptone) 10g/L 酵母提取物(Yeast extract) 5g/L 氯化钠(NaCl) 10g/L 用 NaOH 调节该培养基的 pH,使其达到 7.4，高温高压灭菌后室温保存，使用时加入氨苄青霉素(浓度为 0.1mg/ml) （3）LB 固体培养基的制备到 200mlLB 液体培养基加入 3g 琼脂混匀后高温高压灭菌，待冷却至约55℃时在无菌条件下加入氨苄青霉素摇匀，分别倒入 6-7 个培养皿中，用封口膜封边，并倒置放于4℃保存。 （4）扩增用接种环按照四线法将解冻后的工程菌涂布接种到 LB 固体培养基上，待凉干后，用封口膜将培养皿封闭，然后倒置于37℃恒温箱中培养过夜(不能摇晃)，根据情况可适当延长培养时间。观察培养基上的单克隆工程菌，待长出后，用接种环将一个单克隆工程菌转移接种到 10mlLB 液体培养基中，放入掁荡培养箱中37℃摇荡培养过夜，第二天观察，待 LB 液体培养基变浑浊后，4℃ 冰箱保存，以待进行下一步质粒的提取。 质粒的提取 准备质粒提取盒和扩增的带质粒大肠杆菌培养液 （1）取 75ml 扩增变浑浊的 LB 液体培养基置于试管中。 （2）5,000×g 离心 10 分钟，弃去上清液，将试管倒置在滤纸上空干。 （3）取出质粒提取盒，用 3ml 细胞重悬浮液对试管中的细胞进行重悬浮。 （4）加入 3ml 细胞裂解液，轻轻摇晃试管混匀，室温下孵育 3 分钟，产生白色絮状沉淀，然后加入 5ml 中和液混匀 （5）将 Clearing Column(兰色)放入一新的 50ml 离心管，将上述试管中裂解后的液体倒入兰管，孵育 2 分钟，1500×g 离心 5 分钟，效果不佳的话可再离心一次，离心液待用。 （6）将 Binding Column(白色)放入一新的 50ml 离心管，取上述离心液倒入白管，1500×g 离心 3 分钟，弃去离心液。 （7）在白管中加入 5ml 内毒素清洗液(需加异丙醇)，1500×g 离心 3 分钟，弃去离心液，在白管中再加 20ml 柱洗液(含有乙醇)，1500×g 离心 5 分钟，弃去离心液后，继续1500×g 离心 10 分钟，以保证彻底除去乙醇。 （8）取出白管，在滤纸上轻敲白管顶端的尖嘴，以保证去除试管中的乙醇，并用滤纸擦去白管外壁上的乙醇。 （9）把白管放入一个新的 50ml 离心管中，加入 600μl 无核酸酶的水(要把水加到白管中的 DNA 结合膜上),然后 1500-2000×g 离心 5 分钟 （10）收集离心管中的滤液，并转到 1.5mlEP 管中，密封，-20℃保存。 提取质粒的 DNA 电泳鉴定 （1）制胶取 0.15g 琼脂糖，15ml 1×TAE 混匀，微波炉加热 20 分钟，使之熔化，待自然冷却 60-70℃ 时，加入 0.25μl EB,轻轻混匀。 （2）将冷却至约60℃ 的凝胶倒入准备好的胶床内，厚度约 5mm,室温静置 1h,待胶固化后，置于电泳槽中，样品端位于负极。

实验室常用细胞株

ATCC? Number: CRL-2865? Price: $329.00 Designations: T47D-KBluc Depositors: VS Wilson Biosafety Level: 1 Shipped: frozen Medium & Serum: See Propagation Growth Properties: adherent Organism: Hom o sapi ens (human) Morpholog y: epithelial Source: Organ: mammar y gland; breas t Tissue: duct Disease: ductal carcinoma Derived from metastatic site: pleural effusion Cell T y p e: epithelialtransfected with reporter plas mid Permits/F orms: In addition to the MTA menti oned above, other ATCC and/or regulatory per mits may be required for the transfer of this ATCC material. Any one purchasing ATCC material is ultimatel y r esponsible for obtaining the permits. Please click here for information regarding the s pecific requirements for shipment to your loc ation. Reverse Transcript: N Age: 54 years adult HeLa Mar kers: N

最全的G418筛选稳定表达细胞系总结5

Q：G418怎么配制？ A：我觉得不能用水配，因为这样PH会变化很大，至少要用PBS。我是配在HEPES 溶液中的，具体方法如下：1g包装的G418瓶子中，加入10ml HEPES溶液，浓度为100 mg/ml完全溶解后，0.22 um过滤，－20度保存。HEPES缓冲液配方如下：90 ml 水中，0.8 g NaCl, 0.037 g KCl, 0.0135 g Na2HPO4.2H2O, 0.1 g 葡萄糖，0.5 g HEPES,溶解，NaOH调PH至7.05,定容至100ml。 Good answer: 推荐用HEPES。特别是当细胞对G418不敏感，G418使用浓度高时，如果用水、PBS配置，会极大的改变细胞培养基的pH值，影响细胞的生长。1mol/L HEPES 的简单配置：HEPES 11.91g，溶解于40ml的ddH2O，用10mol/L的NaOH调节pH至7.5-8.0，定容至50ml，0.22um小滤器过滤。HEPES最终使用浓度 15-20mM。 Q: 我想一步筛选出高拷贝整合的高表达的细胞克隆，如果我用很高浓度的G418直接加进培养瓶直接筛选，这样做可以吗？我做过G418杀伤曲线，300ug\ml 就基本上可以杀死细胞，我想直接用1000ug\ml来筛选，不知是否可行？会不会有什么问题？ A: G418筛选要做预试验确定最佳浓度，将细胞稀释至1000cell/ml，每孔100ul 加入有培养基的24孔板，将每孔中的G418浓度稀释至0,,100, 200,300, 400,500, 600,700, 800,900, 1000,11 .00ng/ml等１2个级别, 培养10-14天，以最低细胞全部死亡浓度为基准，一般400-８００左右，筛选时比该浓度再高一个级别，维持使用筛选浓度的一半。 G418浓度太高也不好，会对细胞的损伤太大，影响增殖。我用过Zeocin，为了加速筛选，用了最低剂量的两倍浓度，结果一个阳性克隆都没筛到，欲速则不达。 Q: 我用24孔板做了G418筛选的浓度梯度，确定最低致死浓度为600mg/l。我现在用这个浓度筛选我转染后的细胞，我应该保持这个浓度多少天才能确保我筛选完成呢？在这期间可以换液吗？筛选完了之后存活的细胞再培养传代的话，培养基中是否还应该加一定浓度的G418？如果要加的话什么浓度比较合适？

常见细胞株中文名称及缩写

人类组织正常及永生化细胞 英文名中文名称 293E E转化人胚肾293细胞（B类） 293ET ET转化人胚肾293细胞（B类） 293KB KB转化人胚肾293细胞（B类） 293T人胚肾T细胞 A7d野生型人 C-KIT受体细胞株（B类）AMS3(SCF3)人干细胞因子单克隆抗体细胞株(B类) APP-PS1人APP-PS1双基因转染细胞株(HEK293)(B类) FC33ASP2人胚胎肾细胞转化细胞 FIP293FIP293(来源于HEK293)(B类) HEK-293人胚肾细胞 CCC-HPF-1人胚肺二倍体细胞 CCC-ESF-1人胚胎皮肤成纤维细胞HFF(ATCC? SCRC-1041?)人前皮肤成纤维细胞 HFSF人胚胎眼巩膜成纤维细胞 HFTF人胚胎眼Tenon's囊成纤维细胞 HK-2人肾小球上皮细胞 HKC人胚肾上皮细胞 HSF人皮肤成纤维细胞 MRC-5人胚肺成纤维细胞 WISH人羊膜细胞 CCC-HEL-1人胚胎肝正常细胞 CCC-HEK-1人胚胎肾正常细胞 CCC-HHM-2人胚胎心肌组织来源细胞 CCC-HPE-2人胚胎胰腺组织来源细胞 CCC-HB-2人胚胎膀胱组织来源细胞 CCC-HIE-2人胚胎肠粘膜细胞 CCC-HBE-2人胚胎气管细胞 动物组织正常及永生化细胞 3T3swiss swiss鼠胚胎成纤维细胞 3T3L1小鼠胚胎成纤维细胞(前脂肪) 3T6swiss小鼠胚胎成纤维细胞 7WCY1.0人APP-PS1双基因转染细胞株(CHO)(B类) 7WD10人APP基因转染细胞株(CHO)(B类) 7WML6.0人APP-PSI（M146L)双基因转染细胞株（CHO)(B类） 7WPS1APP-PS1双基因转染细胞株（CHO）（B类） BaF3小鼠原B细胞（B类） BHK-21金黄地鼠肾 BS-C-1非注洲绿猴肾 C2C12小鼠成肌细胞 C3H10T1/22A6小鼠成纤维细胞 CH0dhfr二氢叶酸缺陷型中国仓鼠卵巢细胞 CHO-K1中国仓鼠卵巢细胞

细胞转染技术原理及应用

细胞转染技术原理及应用 常规转染技术可分为两大类，一类是瞬时转染，一类是稳定转染（永久转染）。前者外源DNA/RNA不整合到宿主染色体中，因此一个宿主细胞中可存在多个拷贝数，产生高水平的表达，但通常只持续几天，多用于启动子和其它调控元件的分析。一般来说，超螺旋质粒DNA转染效率较高，在转染后24-72小时内（依赖于各种不同的构建）分析结果，常常用到一些报告系统如荧光蛋白，β半乳糖苷酶等来帮助检测。后者也称稳定转染，外源DNA 既可以整合到宿主染色体中，也可能作为一种游离体（episome）存在。尽管线性DNA比超螺旋DNA转入量低但整合率高。外源DNA整合到染色体中概率很小，大约1/104转染细胞能整合，通常需要通过一些选择性标记，如来氨丙基转移酶（APH；新霉素抗性基因），潮霉素B磷酸转移酶（HPH），胸苷激酶（TK）等反复筛选，得到稳定转染的同源细胞系。 转染技术的选择对转染结果影响也很大，许多转染方法需要优化DNA与转染试剂比例，细胞数量，培养及检测时间等。一些传统的转染技术，如DEAE右旋糖苷法，磷酸钙法，电穿 孔法，脂质体法各有利弊 近年来国际上推出了一些阳离子聚合物基因转染技术，以其适用宿主范围广，操作简便，对细胞毒性小，转染效率高受到研究者们的青睐。其中树枝状聚合物（Dendrimers）和聚乙烯亚胺（Polyethylenimine，PEI）的转染性能最佳，但树枝状聚合物的结构不易于进一步改性，且其合成工艺复杂。聚乙烯亚胺是一种具有较高的阳离子电荷密度的有机大分子，每相隔二个碳个原子，即每“第三个原子都是质子化的氨基氮原子，使得聚合物网络在任何pH 下都能充当有效的“质子海绵”(proton sponge)体。这种聚阳离子能将各种报告基因转入各种种属细胞，其效果好于脂质聚酰胺，经进一步的改性后，其转染性能好于树枝状聚合物，而且它的细胞毒性低。大量实验证明，PEI是非常有希望的基因治疗载体。目前在设计更复杂 的基因载体时，PEI经常做为核心组成成分。 线型PEI（Line PEI,LPEI）与其衍生物用作基因转染载体的研究比分枝状PEI（Branched PEI,BPEI）要早一些，过去的研究认为在不考虑具体条件，LPEI/DNA转染复合物的细胞毒性较低，有利于细胞定位，因此与BPEI相比应该转染效率高一些。但最近研究表明BPEI 的分枝度高有利于形成小的转染复合物，从而提高转染效率，但同时细胞毒性也增大。超高分枝的、较柔性的PEI衍生物含有额外的仲胺基和叔胺基，在染实验中发现这种PEI的毒性 低，但转染效率却较高。 GenEscort是采用各种分枝状和超高分枝状的小分子PEI与各种含有生理条件下可降解键的交联剂交联，合成出的一系列高分枝的可降解的PEI衍生物。聚合物的分枝结构使得其具有较高的正电性，因此易于高效地包裹各种DNA、RNA分子及质粒形成小的纳米颗粒，从而提高转染效率，当所形成复合物进入细胞以后，其中所含的生理条件下可降解的化学键在细胞内水解，使交联聚合物分解为无细胞毒性的小分子PEI，这样结构的转染试剂在体外应用可以获得高的转染效率和低的细胞毒性，其可降解性对体内应用也具有重要的意义。

如何选择合适的细胞稳转株

如何选择合适的细胞稳转株 细胞稳转株是一种经过特定基因修饰的细胞株，可根据实验所需表达外源基因、进行基因敲除、敲入、以及精确改变基因序列（如点突变）。对比一般瞬转方法，利用细胞稳转株开展实验能够获得长期而稳定的特定性状，因此有助于增强实验的可重复性。细胞稳转株除了可用于基因调控研究，也非常适合于长周期的药物筛选和药理学研究、重组蛋白和抗体生产等实验。载体家凭借其资源完备的载体定制平台，通过病毒转导常规肿瘤细胞的方式可构建多种应用类型的细胞稳转株。 过表达模型细胞稳转株 通过慢病毒系统或转座子系统将外源基因表达框稳定整合进靶细胞基因组，实现外源基因在靶细胞的长期稳定表达。对比瞬转方法，构建过表达稳转株可避免瞬转中因转染效率导致的表达效率不一致的问题。构建好的细胞株中的外源基因不会因为细胞传代而丢失，可以持续表达特定的基因或ncRNA序列用以基因功能研究，重复实验时不需要对细胞重新转染质粒，大为节省了实验时间。 诱导表达模型细胞稳转株 采用Tet-on系统进行诱导表达目的基因，虽然可以直接进行质粒瞬转，但是载体家亦提供该类载体的慢病毒包装以构建相关的稳转细胞株。构建好的Tet-On系统细胞株同时表达tTS和rtTA 两种转录调控因子,而目的基因的表达可受四环素调控。其中tTS在四环素不存在的情况下会结合目的基因的上游TRE启动子，抑制目的基因表达。在细胞体系中添加四环素或其类似物后，rtTA进行响应并结合TRE启动子，激活目的基因表达。 shRNA干扰模型细胞稳转株 shRNA稳转株一般使用慢病毒或逆转录病毒在靶细胞基因组中导入shRNA表达框，实现shRNA在细胞系中的长期稳定表达。不同于siRNA瞬转，shRNA稳转株可内源性地稳定表达siRNA效果，不受转染效率影响，从而获得更稳定的基因敲低效果 CRISPR基因编辑细胞稳转株 构建CRISPR基因编辑细胞稳转株是当今研究基因和细胞功能关系的流行工具。通过gRNA引导Cas9靶向靶细胞基因组特定序列的CRISPR基因编辑，如基因敲除、敲入和定点突变，可以从DNA水平修饰靶细胞的基因序列。载体家提供两种gRNA表达模式，第一种是转导gRNA/Cas9共表达载体，gRNA和Cas9在细胞株中同时表达。第二种是构建Cas9表达稳转株，再根据实验需求导入gRNA表达载体。使用单Cas9表达稳转株可以获得更大的实验灵活性，如导入多个gRNA打靶GOI，或者多个gRNA与多种Cas9（野生型Cas9, Cas9n, dCas9等）之间进行搭配等。

G418筛选稳定表达细胞系经验总结

G418筛选稳定表达细胞系经验总结 我做了稳定转染，从G418浓度确定到最后的单克隆化鉴定。有自己的体会也有其他战友遇到的情况, 和大家分享. 没有总结好的地方，大家补充。 筛选之前确定G418浓度： 1、由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。 2、G418是新霉素的类似物，两者都是通过抑制核糖体的功能和蛋白质的合成而杀死细胞的。但是新霉素对真核细胞无作用而G418对细菌和真核细胞都起作用。neo就是编码3‘磷酸转移酶的基因，它表达的蛋白能够分解新霉素G418。在进行转染时细胞膜受到影响，抗生素可能对细胞产生较大影响，加上G418有杀菌作用，所以有人主张转转染时不加其它抗生素。 3、汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 4，G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。具体如下：将细胞稀释到1000个细胞/ml，在100ug/ml~1mg/ml的G418浓度范围内进行筛选，选择出在10~14天内使细胞全部死亡的最低G418浓度来进行下一步的筛选试验。6个细胞电转后，分别接种1/4000，1/1000，1/300细胞到一个具体试验：3x1024孔板中，48h后加药筛选，此时1/300细胞孔内大约50%汇合度。理论上1/4000孔内应有4%的汇合度。筛选9天后，观察1/4000孔内有两三个克隆，按比例1/300孔内应该有几十个克隆，事实上，它们几乎全死光了，只有几个克隆。 加药时间和维持浓度 1，由于基因转染到细胞内之后要一段时间才能表达出蛋白质。所以筛选不能太早；但是也不能太晚，因为转染了外源基因的细胞代谢负荷较大，增值较慢，时间长了就会被没有外源基因转入的细胞所淹没，最终导致筛选不出阳性克隆，一般要在转染24小时之后才开始加G418筛选。随着细胞的代谢G418的浓度和活性都会下降，所以每3~5天都要更换一次含有G418的筛选液。这时药物浓度可以降至200ug/ml。 2，加抗生素的时机，主要是考虑插入到细胞基因组的抗性基因是否已经得到表达。一般是转染48小时后加入抗生素。挑出单克隆后就可以用维持浓度，一般是筛选浓度的。1/2． . 关于维持浓度，有人说细胞会出现对抗生素的抗性，应不断提高其浓度。而且，如果你要挑选到几个阳性克隆中较高表达的克隆的话，可以调整抗生素的浓度。当然，抗性基因高表达，目的基因不一定就跟着高表达。 筛选时的培养液 加药筛选约6天左右，细胞会大量死亡，孔中只剩下的细胞寥寥无几。这时会出现两个问题： 1，死亡的细胞会裂解释放出有害物质，导致那些有neo表达的阳性细胞死亡，

维真生物-稳转株的制备

稳转株的制备 实验原理： 利用哺乳动物系统生产蛋白的方式有两种：瞬时转染和稳转株筛选。通过稳定细胞系构建筛选稳定表达细胞株。针对瞬时转染，外源基因在短时间转录翻译得到的蛋白量较少，能够满足小量蛋白制备，大量生产成本很高。相对于此，稳定转染的是将外源基因整合到细胞自身的基因组上，随着细胞的生长分裂外源基因可以稳定转染表达，同时经过抗生素加压筛选，最终得到能够稳定转染表达蛋白的细胞株，稳转株生产蛋白稳定性更好，批次差异性更小。 稳定转染的应用

影响稳定转染的因素 1、外源基因整合的几率 决定了稳转株筛选的简易程度，有利于稳定转染细胞的获得； 2、插入外源基因片段的拷贝数 一般情况下，低拷贝或者单拷贝可以降低人为因素的干扰； 3、整合位点转录活跃度 整合位点转录活跃度决定了稳转株筛选细胞后稳转株中外源基因片段的表达质量； 4、外源基因片段整合到细胞后的稳定性 不同的整合位点决定了外源片段在染色体中的稳定性，有些区域易发生重组或者丢失，从而使稳转株筛选后出现丢失的现象。 制备稳转株的实验步骤

一．准备及预实验 1、确定细胞系相关信息：需包括如下内容 注：务必保证细胞无支原体污染，方可进行稳转株构建！ 2、查阅慢病毒感染该细胞的MOI值 3、预实验确定筛选药物用量： （1）查阅Puromycin/Blastincidin在目的细胞中稳转株筛选的致死用量信息；参考查阅得到的数据，确定3个药物浓度梯度（如没有相关信息，则需将药物浓度梯度范围增大，数量增多至6个）； （2）D0将细胞铺于6孔板中，使D1细胞融合度约90%；D1按（1）中设置的药物梯度，加入药物； （3）D4换液，并重新加入药物； （4）D7观察，找到致死率100%的孔，该孔使用的药物浓度，即为药物筛选浓度。 二．稳转株筛选及构建 注：以下实验参数，按1株稳转株为例描述，实验需考虑有无对照稳转株！ 1、细胞铺板：D0将细胞接种于6孔板中（4个孔），使D1细胞融合度约70%

G筛选稳定表达细胞系经验总结图文稿

G筛选稳定表达细胞系 经验总结 Company number【1089WT-1898YT-1W8CB-9UUT-92108】

G418筛选稳定表达细胞系经验总结 我做了稳定转染，从G418浓度确定到最后的单化鉴定。有自己的体会也有其他战友遇到的情况,和大家分享.没有总结好的地方，大家补充。 筛选之前确定G418浓度： 1、由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。 2、G418是新霉素的类似物，两者都是通过抑制核糖体的功能和蛋白质的合成而杀死细胞的。但是新霉素对真核细胞无作用而G418对细菌和真核细胞都起作用。neo就是编码3‘磷酸转移酶的基因，它表达的蛋白能够分解新霉素G418。在进行转染时细胞膜受到影响，抗生素可能对细胞产生较大影响，加上G418有杀菌作用，所以有人主张转转染时不加其它抗生素。 3、汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 4，G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。具体如下：将细胞稀释到1000个细胞/ml，在100ug/ml~1mg/ml的G418浓度范围内进行筛选，选择出在10~14天内使细胞全部死亡的最低G418浓度来进行下一步的筛选试验。一个具体试验：3x106个细胞电转后，分别接种1/4000，1/1000，1/300细胞到24孔板中，48h后加药筛选，此时1/300细胞孔内大约50%汇合度。理论上1/4000孔内应有4%的汇合度。筛选9天后，观察1/4000孔内有两三个，按比例1/300孔内应该有几十个，事实上，它们几乎全死光了，只有几个。 加药时间和维持浓度

细胞培养的常用术语及解释

细胞培养的常用术语及解释体外培养(in virto)：原意为在试管中，现常与组织培养一词通用，译为体外培养。 组织培养(tissue culture)：维持组织在体外生长、与泛指体外培养。 器官培养(organ culture)：在体外维持器官、器官的部分或器官的原基生存和生长的方法。 * 细胞培养(cell culture)：细胞（包括单个细胞）在体外条件下的生长称为细胞培养，在细胞培养中，细胞不再形成组织。 细胞融合(cell fusion)：两个独立的细胞融合成一个细胞。可用聚乙二醇（PEG）或仙台病毒诱发。 * 细胞杂交(cell hybridization)：两个或多个不同的细胞融合。导致一个含核体（aynkaryon）的形成。 体外培养转化(in vitro transformation)：细胞在体外培养中发生与原细胞遗传性状不同的变化，但不一定具有致癌性。 单倍体(haploid)：正常细胞染色体基本数（每一染色体只有一种）。 整倍体(euploid)：具有两个以上单倍体数目的细胞。 非整倍体(aneuploid)：细胞核内染色体数为单倍染色体数的非整倍数时，称非整倍体。 二倍体(diploid)：具有两套染色单体数目的细胞（2n） * 原代培养(primary culure)：从体内取出细胞或组织的第一次培养。 再培养(subculture)：同传代。 * 传代(passage)：无论是否稀释，将细胞从一个培养瓶转移或移植到

另一个培养瓶即称为传代或传代培养。也称再培养。 单层培养(monolayer culture)：培养细胞在底物上长成单层。 悬浮培养(suspension culture)：细胞在培养液中呈悬浮状态生长。 * 贴壁依赖性(anchorage-dependent)：为细胞需贴附于底物或支持物上才能生长的性质。 贴壁依赖性细胞(anchorage dependent cell)：由它们繁衍出来的细胞（或培养物）只有贴附于不起化学作用的物体（如玻璃或塑料等无活物体）的表面时，才能生长，生存或维持其功能。 无贴壁性(anchorage-independent)：不依赖于贴附底物或支持物上生长的性质。 汇合(confluent)：细胞相互连接成片占据所有底物面积。 近汇合(sub-confluent)：细胞在底物上生长接近，但尚未完全汇合。 超汇合(super confluent)：单层培养细胞附在底物上生长，汇合后发展成多层状态。 接触抑制(contact inhibition)：细胞汇合相互接触后失去运动的现象。 密度抑制(density inhibition)：细胞数量到一定数量后引起抑制增殖的现象。 群体密度(population density)：培养底物单位面积上单层细胞数目。 饱和密度（saturation density）：在特殊培养条件下，每平方厘米（单层培养）或每毫升细胞悬浮液内可达到的最大细胞数。

最全的G418筛选稳定表达细胞系总结2

Protocal 1.G418的配制：取1g G418溶于1ml 1M的HEPES液中，加蒸馏水至10ml，过滤消毒，4度保存。 2.细胞培养：取待测培养细胞，制备成细胞悬液，按等量接种入多孔培养板中，培养6小时左右开始加药。 3.制备筛选培养基：在100ug/ml～1000ug/ml范围内确定几个梯度，比如先做个100ug/ml、400ug/ml、800ug/ml、1000ug/ml，按梯度浓度用培养基稀释G418制成筛选培养基。 4.加G418筛选: 吸除培养孔中培养基，PBS洗涤一次，每孔中加入不同浓度的筛选培养基。 5.换液：根据培养基的颜色和细胞生长情况，每3~5天更换一次筛选培养基。方法同4。 6.确定最佳筛选浓度：在筛选10～14天内能够杀死所有细胞的最小G418浓度即为最佳筛选浓度。在第一轮就筛选出最佳G418浓度的可能性不大，最有可能的是出现这种情况：用某一浓度G418的量在筛选14天后还不能杀死细胞，而用下一个梯度的G418的量在10天前就看不到活细胞了。假如是400ug/ml不能杀死细胞，而800ug/ml在第5天就把所有细胞都杀死了，则可以再用 500ug/ml、600ug/ml、700ug/ml进一步筛选，以确定最佳筛选浓度！心得：由于特性明确的细胞系G418的最佳用量还是比较稳定的，所以有时候不需要在这么大范围内进行筛选。比如说你要转染NIH3T3细胞，现在我告诉你我测试过NIH3T3细胞对G418的敏感性，我用的筛选浓度是200 ug/ml。这时你就可以做150ug/ml、200ug/ml、300ug/ml三个浓度进行筛选。 通过预实验确定了最佳筛选浓度后，就可以做稳定转染了。 a 转染：转染后培养24小时或者更长，到细胞增长接近汇合时按1：4密度传代，继续培养，待细胞密度增至50％～70％汇合时； b 加G418:去掉培养液，PBS洗一次，加入按最佳筛选浓度配制好的G418筛选培养基。 c 换液：根据培养基的颜色和细胞生长情况，每3~5天更换一次筛选培养基。当有大量细胞死亡时，可以把G418浓度减半维持筛选。筛选10～14天后，可

细胞培养中常见的问题

细胞培养中常见的问题 2006-11-23 15:53 细胞中的颗粒到底是怎么回事？ 我的细胞总有颗粒，开始是细胞中有，后来细胞之间也好像有许多颗粒。好像是细胞碎片一样。是什么东西啊？是支原体污染吗？这可是我刚买回来的细胞啊! 我们实验室也有这种情况，是不是黑的小碎片，有人说是细胞代谢产物，后来拿到高倍镜下看还会动，就怀疑是污染了，也想问问大家到底是什么 是黑色的小碎片。我没注意到它会动，只是觉得不像是活的微生物。我觉得是由于某种污染或外界因素导致的细胞状态变差，裂解出的东西。但是，是什么东西不清楚。 的确很常见 在以前帖子见到说是“黑焦虫”。长时间培养的很容易出现，我根据自己的经验估计是一种污染，因为随着黑点增多，本来生长旺盛的细胞逐渐停滞甚至死亡。而且我后来原代培养的几批细胞并没有发现，我怀疑有好多细胞系本身就是污染的。不过增加换液次数的情况下，好象一般不太娇气的细胞生长不是很受影响。 以前听很有经验的老师说黑焦虫是国产血清的问题，可以有条件换进口血清试试，或者离心一下也可能能解决问题。那么所谓的“黑焦虫”到底是什么东西啊？有谁知道？ 我培养的细胞也出现过此中问题，放到高倍镜下看时有东西在动，但培养液不混浊，估计不是细菌污染，可能是血清问题，是支原体污染。 我培养的细胞也出现过这样的问题，我个人认为是一种支原体污染。国产血清是罪魁祸首，因为只要将细胞饥饿一下，不超过24小时，这种东西就会疯长 我培养的细胞也有出现这中情况。但是并不影响细胞生长。应该不是支原体污染 最近，我复苏细胞细胞的时候也发现过这样的东西，尽管我用的是GIBCO的FBS，后来，每天换液之前洗几遍后，就慢慢变少，现在没了 细胞培养的细菌污染 我们新建的细胞室。每周都会做清洁，用0。2%新洁尔灭消毒，照紫外。实验前也会照至少30分钟。培养基中加青霉素，链霉素。可是培养细胞时还是常有细菌污染，有时甚至分析不出原因。用培养瓶还好一点，用多孔板或平皿就更凄惨。我养的是哺乳动物细胞，不知各位有什么好的方法避免污染！谢谢！ 很可能是超净台无效了，，或者培养基？其实严格操作箱污染都难 我们是新的超净台，不可能失效。而且用同一瓶培养基，一瓶传两瓶，原始的一

稳定细胞株筛选

稳定株构建 FAQ 转自微博思路迪慢病毒包装 1，什么是瞬时转染和稳定转染？ 答：瞬时转染：顾名思义，外源片段的表达时间短暂。这主要是因为外源导入的裸露的载体整合入基因组的几率非常低，所以以染色体外(episomal)形式存在，不能随细胞分裂而一同复制导致最后拷贝数被稀释导致的。而且考虑到细胞分裂会稀释质粒的量，所以起初转染的质粒拷贝数极高。这就导致瞬时转染呈现一个高拷贝到低拷贝迅速降低的过程，且无法在这个系统上实现可诱导表达。稳定转染：是相对瞬时转染而言，进入细胞的质粒整合入细胞基因组中，并能随细胞分裂稳定传递下去。在这个系统中，质粒表达稳定，拷贝数低，且能实现诱导表达。稳定转染并不是一种与瞬时转染不同的方法，只是对瞬时转染的细胞进行筛选，得到稳定整合的细胞株。稳定整合的几率因基因传递的方法而异，跨度可以从10-8到10-1。因此，对于有的转染方法，比如化学试剂介导的转染，其整合几乎可以忽略不计。质粒载体整合的位点并不是完全随机分布，依据不同的基因传递方法，呈现不同的靶向倾向性，所以是一种半随机整合。不同基因传递方法对质粒稳定表达的影响见表XXXX。 2，设计稳定株构建实验需要考虑的因素有哪些？ ?答：稳定整合试验中需要考虑的几个关键因素有： ?1)，外源插入片段的拷贝数。多数情况下，低拷贝甚至是单拷贝可以减少人为实验因素的干扰。 ?2)，整合的几率，这不仅决定了稳定株筛选的难易程度，而且还可以帮助人们更容易得到混合稳定株。 ?3)，整合位点的转录活跃度，决定了稳定株中外源片段的表达质量。最理想的状况是单拷贝，但转录活性比较高。 ?4)，整合后的稳定性。不同的整合位点决定了外源片段在染色体中的稳定性，有些区域易发生重组或者丢失，从而导致稳定株再次丢失的情况。 ?5)，最好使用混合稳定株或者获得多个不同单克隆稳定株。因为稳定整合往往伴随这插入失活宿主内源基因，所以实验时通过使用混合稳定株， 或者对多个单克隆稳定株进行比较，可以帮助研究人员获得更精确的实 验数据。 3，什么时候需要稳定细胞株？ ?答：以下实验，构建稳定细胞株而不是瞬时转染更能满足实验要求：

嘌呤霉素筛选稳定表达细胞系经验总结

嘌呤霉素筛选稳定表达细胞系经验总结 嘌呤霉素杀灭曲线的确定（shRNA稳定转染细胞株，仅作参考） （1）24孔板内以5~8x104?cells/孔的密度铺板，铺足够量的孔以进行后续的梯度实验。细胞孵育过夜；（2）准备筛选培养基-含不同浓度嘌呤霉素的新鲜培养基（如0-15μg/mL，至少5个梯度）； （3）细胞孵育过夜后加入筛选培养基，孵育细胞； （4）约2-3天更换新鲜的筛选培养基； （5）每日监测细胞观察存活细胞比例。嘌呤霉素的最佳作用时间一般在1-4天之间。 （6）最小的抗生素使用浓度就是指从抗生素筛选开始1-4天内杀死所用细胞的最低筛选浓度。 嘌呤霉素筛选稳定转染细胞 （1）day0：24孔板内以5~8x104?cells/孔的密度铺板，孵育过夜； （2）制备筛选培养基：含有最佳筛选浓度嘌呤霉素（由杀灭曲线确定）的新鲜培养基； （3）day1：筛选第一天，去除旧的培养基，加入一定量MOI的病毒颗粒；（加入无血清培养基的总量必须充分覆盖住细胞。） （4）病毒转导后约6-8h，再添加1ml完全培养基（血清和双抗，如果已经使用双抗。）到细胞内，然后孵育过夜； （5）病毒转导后48h，使用嘌呤霉素筛选培养基替换旧的完全培养基。孵育。 （6）约每2-3天替换新鲜配制的筛选培养基； （7）每天检测细胞并观察活细胞生长比例，以及turboGFP表达的水平及所占比例。在某一个时间点几乎所用存活细胞都可以表达TurboGFP。嘌呤霉素最佳的作用时间在3-10天之间。 注：病毒的MOI越高，每个细胞含有的shRNA拷贝和嘌呤霉素耐性基因越多。在做嘌呤霉素筛选时，需记住越高MOI,含越多pac拷贝的细胞能耐受更高的嘌呤霉素浓度。调整嘌呤霉素的浓度去筛选预定量的转导细胞，但是嘌呤霉素的量不能低于杀死曲线建立的最低浓度。 储存方法和稳定性： 嘌呤霉素稳定性高，可以常温运输，收到产品后4℃存放； 嘌呤霉素在室温条件下可存放3个月，4℃条件下保质期一年。为了达到最理想的稳定状态和最长的保质期，最好存放于-20°C，保质期为2年。 Starttoselectonpuromycin(2ug/mlfinalconcentration)3-4daysposttransfection.Massivecelldeathwillbeevi dentafter36-48hoursselectiononpuromycin.Dependentonthetransfectionefficiency,mosttransfectionwon' testablishsomepuromycin-resistantcoloniesexceptthattheretrovirus-producingcelllinesareusedforgener atingviralvector.Ifthefirstgenerationlentiviralvectorisusedinthetransfection,trytouseMo-MLVenvelopexpre ssingvector,ratherthanVSV/Gexpressingvectorforpackagingviralvectors.Thestablecolonies(trytopoolthe differentpuromycin-resistantcellcoloniestogehter,don'tmakesinglecolonyclone)willbeamplifiedafter10-14 daysselectiononpuromycin.